ministerul sĂnĂtĂŢii institutul naŢional de sĂnĂtate … · determinarea unor compuşi...

MINISTERUL SĂNĂTĂŢII

INSTITUTUL NAŢIONAL DE SĂNĂTATE PUBLICĂ

Dr. Corneliu NEAGU

Dr. Mihaela NEGRU

București 2013

1

Ghid privind aspecte generale de Toxicologie Industriala Institutul National de Sanatate Publica - 2013

MINISTERUL SĂNĂTĂŢII

INSTITUTUL NAŢIONAL DE SĂNĂTATE PUBLICĂ

ASPECTE GENERALE DE TOXICOLOGIE INDUSTRIALA

METODE DE ANALIZA UTILIZATE IN TOXICOLOGIA INDUSTRIALA

EDIŢIA 1 - 2013

Autori: Dr. Corneliu Neagu Dr. chim. Mihaela Negru Colaboratori: Pribu Mihaela, Dragoiu Simona Mihaela, Tacu Mihaela Victoria, Sarb Liliana, Peter Katica, Mocan Aurel Redactare computerizată: Voinoiu Angelica Marilena Botin Georgeta Copertă Staicu Cătălin Alexandru Sub coordonarea Centrului Naţional de Monitorizare a Riscurilor din Mediul

Comunitar

Material publicat prin Programul Naţional de Monitorizare a Factorilor

Determinanţi din Mediul de Viaţă şi Muncă

2013

2


CUPRINS

I. INTRODUCERE 4

II. INVESTIGAREA CONDIŢIILOR DE MEDIU DE MUNCĂ 5

II. 1. Documentare 5

II. 2. Identificarea noxelor la locul de muncă 5

II. 3. Prelevarea probelor de la locul de muncă 8

II. 4. Determinarea analitică a noxelor 14

II. 5. Exprimarea concentraţiilor toxicelor profesionale 14

II. 6. Interpretarea rezultatelor 15 III. EVALUAREA BIOTOXICOLOGICĂ A PERSONALULUI EXPUS PROFESIONAL LA AGENŢI CHIMICI 16

III. 1. Pătrunderea substanţelor toxice în organism 17

III. 2. Fixarea, distribuţia şi depozitarea toxicelor profesionale 21

III. 3. Biotransformarea toxicelor profesionale 22

III. 4. Eliminarea din organism 28 III. 5. Determinarea substanţelor chimice sau a metaboliţilor în fluidele corpului 29

III. 6. Criterii de selectare a testelor biologice 30

III. 7. Interpretarea rezultatelor 32

III. 8. Aspecte analitice şi etice 35 IV. METODE ANALITICE DE DETERMINARE A UNOR AGENŢI CHIMICI ÎN AERUL ZONELOR DE MUNCĂ 36

IV. 1. Determinarea metanolului prin GC 36

IV. 2. Determinarea aerosolilor alcalini 39

IV. 3. Determinarea acidului clorhidric 43

IV. 4. Determinarea acidului sulfuric şi a sulfaţilor solubili 46

IV. 5. Determinarea hidrocarburilor alifatice – N hexan 50

IV. 6. Determinarea aeroemulsiilor de uleiuri minerale 52

IV. 7. Determinarea unor metale 56 IV. 8. Determinarea unor compuşi organici volatili (hidrocarburi, alcooli, esteri, cetone) din aerul locurilor de muncă, prin GC 70

3


V. DETERMINAREA PULBERILOR ÎN AERUL ZONELOR DE MUNCĂ 81

V. 1. Aspecte teoretice 81

V. 2. Determinarea gravimetrică a pulberilor inhalabile şi respirabile 88

V. 3. Determinarea gravimetrică a pulberilo toracice 94 VI. METODE ANALITICE DE DETERMINARE A UNOR INDICATORI BIOTOXICOLOGICI 100

VI. 1. Determinarea acetonuriei 100

VI. 2. Determinarea tioeterilor urinari 102

VI. 3. Dereminarea cromului în urină prin GF-AAS 105

VI. 4. Determinarea porfirinelor totale urinare 109

VI. 5. Determinarea acidului delta aminolevulinic (DAL) urinar 112

VI. 6. Determinarea acidului hipuric şi a acidului metilhipuric 115

VI. 7. Determinarea acidului mandelic 117

VI. 8. Determinarea fenolilor urinari 118

VI. 9. Determinarea carboxihemoglobinei în sânge 120

VI. 10. Determinarea acidului glicolic în ser 123

VII. CONCLUZII 125

BIBLIOGRAFIE 126

4


I.INTRODUCERE

Lucrarea de faţă se doreşte a fi un ajutor pentru medici de medicina muncii, toxicologi industriali, evaluatori de risc, angajatori în vederea evaluării expunerii profesionale la agenţi chimici şi pulberi. Expunerea profesională la astfel de agenţi poate fi evaluată prin măsurarea concentraţiei agentului toxic în aerul zonelor de muncă şi prin măsurarea unor parametrii biologici la personalul expus profesional. În capitolul II se prezintă modul de investigare a unui obiectiv industrial ( cunoaşterea procesului tehnologic, alegerea noxelor, prelevarea probelor, analiza şi interpretarea acestora). În capitolul III se prezintă metodologia de evaluare biotoxicologică a personalului expus profesional la noxe chimice. În partea finală a lucrării sunt prezentate metode analitice de determinare a unor agenţi chimici în aerul zonelor de muncă, a diferitelor fracţiuni de pulberi (inhalabile, toracice şi respirabile ), precum şi a unor indicatori biotoxicologici specifici. Majoritatea acestor metode au fost adaptate şi/sau verificate în cadrul următoarelor laboratoare: laboratorul Toxicologie şi Medicina Muncii- CRSP Bucureşti, laboratorul Sănătate Ocupaţională- CRSP Timişoara , laboratorul Încercări Fizice, Chimice şi Microbiologice – CRSP Târgu Mureş şi laboratorul Sănătate Ocupaţională – CRSP Cluj Napoca. Metodele prezentate pot fi utilizate de laboratoarele care fac evaluarea condiţiilor de muncă şi a stării de sănătate a personalului expus la noxe chimice şi pulberi. Aceast ghid este rezultatul lucrării din PN II “ Noxe profesionale (chimice şi pulberi) cu impact în expunerea profesională din România – Metode de determinare în aerul zonelor de muncă, indicatori biologici de expunere şi/sau de efect “ efectuată în perioada 2011 – 2012.

5


II.INVESTIGAREA CONDIŢIILOR DE MEDIU DE MUNCĂ

În abordarea determinărilor de noxe din aerul zonelor de muncă sunt incluse mai multe etape de studiu.

II.1.Documentare

Aceasta se referă la culegerea unor date asupra obiectivului luat în studiu şi a proceselor tehnologice ce au loc în acea unitate în vederea alegerii noxelor ce vor fi determinate , a aparaturii şi a celor mai adecvate metode de recoltare si analiză chimică ce urmează a fi folosite. Studiul procesului sau proceselor tehnologice folosite în fiecare unitate va fi efectuat de toxicologul industrial împreună cu medicul de medicina muncii, angrenând şi organele tehnice din unitate, (responsabilul cu probleme de sănătate, şefii de secţie etc.), deoarece investigaţia trebuie să se refere la întreaga unitate şi la întreaga gamă de agenţi chimici ce intra şi ies din procesul de fabricaţie. În acest studiu se va completa un dosar de obiectiv cu urmatoarele date:

- coordonatele unităţii; - profilul şi specificul ei (chimic, metalurgic, etc.); - mărimea unităţii, numărul secţiilor, atelierelor; - procesele tehnologice care se desfaşoară în cadrul unitaţii; - noxele degajate pe secţii şi procese tehnologice; - caracterul procesului tehnologic (continuu sau discontinuu, periodic în funcţie de nevoile pieţii, etc.)

II.2.Identificarea noxelor la locul de muncă

Pe baza studiului procesului tehnologic, a scopului determinărilor, se vor fixa noxele ce urmează a fi cercetate, deoarece de natura acestora va depinde şi aparatura şi metodele de lucru care vor fi folosite. La alegerea noxelor se va ţine seama în principiu de starea lor fizică, de agresivitatea lor, de nivelul lor de concentraţii probabile, existenţa unei singure sau a mai multor noxe în aer etc. În cazul prezentei simultane a mai multor noxe în aer, se va ţine seama de modul lor de acţiune şi interacţiune atât din punct de vedere

6


analitic (reacţie chimică, interferenţa în determinarea uneia sau alteia dintre noxe prin metodele de analiză chimică folosite) cât mai ales a modului lor de acţiune asupra organismului (sinergism prin adiţie sau potenţare, antagonism etc.). În alegerea noxelor ce urmează a fi cercetate se va ţine seama atât de material prima folosită în fluxul procesului tehnologic, cât şi de eventualele impurităţi pe care le-ar putea conţine aceasta. Un exemplu de impuritate care nu trebuie pierdută din vedere în cazul studierii condiţiilor de muncă din industriile de metale neferoase, este arsenal din pirite. Se vor studia atât produşii finiţi rezultaţi din procesul de producţie cât şi produşii intermediari, cei care ar putea lua naştere în urma reacţiilor chimice (hidrogen sulfurat, oxizi de azot, ozon, acid cianhidric, hidrogen arseniat, hidrogen stibiat, etc.) deoarece agresivitatea acestor produşi poate fi uneori mult mai mare chiar decât cea a unor produsi finiţi extremi de toxici. Alteori, dimpotrivă, produşii finiţi pot fi lipsiţi complet de toxicitate. Se vor studia proprietaţile fizico-chimice ale acestora: starea de agregare, (gaze, pulberi, etc.) tensiunea de vapori de fierbere, solubilitatea în diverşi solvenţi şi îndeosebi în apă şi grăsimi (pentru a putea aprecia absorbţia sau eliminarea lor în cazul pătrunderii în organism pe cale respiratorie, cutanată, digestive). Pe de altă parte, se va aprecia şi capacitatea laboratorului de a determina aceste noxe cu metodele şi aparatura recomandată în acest scop. În concluzie, în funcţie de numărul şi nivelul concentraţiei de noxe existente la un moment dat în zona de lucru, pot apare mai multe variante de lucru. În cazul prezenţei unei singure noxe sau a unui numar redus de noxe în aer, se va alege noxa dominantă sau noxa majoră. Prin aceasta se înţelege substanţa cu cea mai mare răspândire în aer (noxa dominantă) cu cel mai înalt nivel al concentraţiei ei, iar prin noxa majoră se înţelege şi noxa cu cel mai ridicat potenţial agresiv asupra organismului. De cele mai multe ori, acestea au şi o reacţie specifică asupra organismului.

7


Literatura de specialitate din ultimul timp susţine şi încearcă să demonstreze din ce în ce mai des, că factorii de mediu care afectează starea de sănătate a muncitorilor, potentialul nociv al locurilor de muncă în care aceştia îşi duc activitatea zi de zi, este cu mult mai variat şi mai complex. De aceea, mediul nu mai poate fi caracterizat în majoritatea cazurilor şi mai ales în cazul prezenţei mai multor noxe simultan în aer, prin determinarea unei singure noxe (noxa dominantă sau noxa majoră). Este în consensul general de a considera că în cazul existenţei concomitente în atmosfera industrială a mai multor noxe chimice, apare un sinergism de adiţie sau de potenţare. Pe de altă parte, în cazul în care substanţele aflate în amestec, au un efect asemănător asupra organismului, efectele lor se vor cumula. Cunoaşterea exactă a modului lor de acţiune asupra organismului, ca şi gradul lor de agresivitate este un lucru foarte important, deoarece de acestea poate depinde în mare măsură şi sistemul de recoltare a noxelor din aer şi metoda lor de determinare chimică. Determinarea mai multor noxe coexistente la un moment dat în aer, impune şi multaneitate în recoltarea probelor de aer, deoarece numai în aceste condiţii se poate face o interpretare corectă a datelor de mediu în vederea tragerii unor concluzii practice în urma cărora să se poată face recomandări valoroase nu numai de ordin medical, dar şi etic şi economic. Deci, următoarea etapă de studiu în vederea determinării naturii şi concentraţiilor substanţelor din atmosfera locurilor de munca este recoltarea probelor de aer. Principalii factori care impun luarea în studiu a unei metodologii de cercetare mai complete, în cazul prezenţei simultane a mai multor noxe în aer sunt: - coexistenţa mai multor noxe în aerul zonelor de muncă în cantitaţi suficient de mari ca să-şi ateste prezenţa atât prin influenţarea directă a organismului, cât şi prin atingerea sensibilităţii metodelor curente de analiză chimică; - existenţa mai multor noxe simultan în aer cu grade diferite de toxicitate, cu multiple posibilitaţi de interreacţie, care pot duce uneori la potenţarea lor, prin formarea unor produşi mai toxici, ca şi prezenţa în atmosfera zonelor de muncă a unor concentraţii mici de substanţe toxice uneori sub

8


sau în jurul concentraţiilor maxime admise, valori ce sunt trecute în mod obişnuit cu vederea.

II.3.Prelevarea probelor la locul de muncă După alegerea noxei sau a noxelor ce urmează a fi determinate şn aer, este necesar să se stabilească zonele de muncă - locul – de unde se vor recolta probele de aer. Criteriile de alegere a locului de recoltare sunt variate. Locurile de recoltare a probelor de aer pot fi puncte fixe, cum ar fi o masa de comanda, lângă o baie de decapare, lânga un agregat oarecare etc. În acest caz determinările vor reprezenta concentraţia noxei sau eventualele variaţii ale noxei în fluctuaţii tehnologice, orare, diurne, etc. În alte cazuri ele vor putea reprezenta poluarea de fond a acelui loc de muncă. De aceea este necesar să se aibe în vedere intervenţiile care fac destul de frecvent la unele instalaţii şi care de asemenea contribuie la creşterea concentraţiilor de substanţe toxice în atmosferă, precum şi faptul că dacă muncitorul lucrează temporar sau permanent în acel loc. În ceea ce priveşte alegerea şi numărul punctelor de recoltare a probelor de aer în cazul industriei chimice, în care hala întreagă reprezintă un loc de muncă deoarece noxele (în deosebi cele gazoase) se răspândesc relativ uniform în întreaga încăpere, este absolut necesar ca ele să fie fixate în toate locurile în care se găsesc muncitorii în timpul procesului de muncă. Ele pot fi puncte fixe s-au puncte mobile indiferent dacă este vorba de subsol, parter sau alte nivele ale halei cuprinse în zona de muncă. b) Recoltările de probe de aer prin puncte mobile reprezintă determinări făcute în diferite locuri alese după anumite criterii. Unul dintre ele poate fi urmărirea unui muncitor de un anumit profil, în toate locurile în care-şi desfăşoară activitatea pe perioada celor 6 sau 8 ore de producţie. Interpretarea acestui gen de determinări poate fi foarte diferită în funcţie de scopul care se urmareşte. De exemplu acest mod de recoltare prin puncte ar putea fi unul din mijloacele de urmărire şi demonstrare a expunerii reale la noxe nu numai a operatorului chimist dar şi a unui muncitor de alt profil cum ar fi de exemplu un electrician sau un lăcătuş, care ia parte indirect în procesul tehnologic justificând şi susţinând o eventuală simptomatologie clinică sau de laborator, suspectă.

9


c) Înalţimea la care se recoltează prizele de aer pentru cercetări tehnologice, este în general nivelul de respiraţie al muncitorului (1,5 m) considerând că acesta ar sta în picioare. Înalţimea la care se recoltează prizele de aer este condiţionată şi de alţi factori, printre care cităm scopul alegerii locului de unde se iau probele de aer, poziţia muncitorului în momentul efectuării unei operaţii din cadrul procesului tehnologic, etc. Astfel, înalţimea poate fi de 1 m în cazul în care muncitorul execută o operaţie în poziţie şezând sau de 2-3 m şi mai mult atunci când muncitorul se află pe o scară. Datorita faptul ca majoritatea toxicilor sint absorbiti in organism pe cale respiratorie, se va tine seama de aceasta cale de patrundere a lor in organism, astfel recoltarea prizelor de aer facindu-se la acest nivel. Scopul determinării poate constitui un alt criteriu care să hotărască locul şi înalţimea punctului de priză. În cazul în care se urmăreşte de exemplu controlul eficienţei unei ventilaţii, verificarea unor măsuri tehnice luate cu scopul de a reduce nivelul eliminărilor de noxe în aer, sau defecţiuni ale unor instalaţii, recoltarea probelor de aer se va face din locurile cele mai indicate de exemplu: la gura exhaustoarelor, la locurile de îmbinare a coturilor, la robinete etc. Întotdeauna se va nota în buletinul de analiză şi distanţa la care se află aceste puncte de recoltare faţa de locul de emisie a noxelor din aer, sau distanţa la care se gaseşte gura de ventilaţie fată de locul de muncă cercetat, pentru a se putea face interpretările corecte ale rezultatelor. Pentru o apreciere cât mai reală şi o verificare a modului de recoltare a prizelor de aer, se recomandă prelevarea în paralel a câte două probe de aer, simultan din acelaşi loc şi numai dacă este posibilă recoltarea a două probe simultan, ele se vor succeda una dupa alta într-un timp foarte scurt, ţinându-se cont de acest lucru la interpretarea rezultatelor. Se recomandă de asemenea, ca recoltările de aer să se efectueze simultan cel puţin din două puncte diferite ale aceleaşi încăperi. Unul din puncte îl va constitui locul propus iniţial pentru a fi caracterizat din punct de vedere toxicologic, în timp ce celălalt va fi ales ceva mai departe în locuri mai puţin poluate, pentru comparative. Dacă sursa eliminării de noxe este slabă şi bine localizată în spaţiu, între aceste două puncte de recoltare vor exista diferenţe mici de

10


concentraţii şi diferenţele vor fi cu atât mai semnificative cu cât sursa de poluare va fi mai mare. Dacă există mai multe surse difuze de poluare a aerului în aceeaţi încăpere, diferenţele dintre punctele de recoltare ale aerului fiind mai mici, şi mai putin semnificative unul faţa de celălalt, ele vor reprezenta totuşi un nivel oarecare de poluare al aerului de la un punct la altul, sau de la o secţie la alta cu acelaşi profil al întreprinderii. Odată stabilite locurile de expertizare şi punctele de priză ale probelor de aer, adică cercetarea în spaţiu, apare necesitatea planificării în timp a determinărilor. În vederea acestui scop se va alcătui profesiograma detailată a muncitorilor examinaţi. Numai pe baza profesiogramei se va putea aprecia cu aproximaţie, numărul de determinări necesare şi desfăşurarea în timp a recoltărilor pentru o caracterizare corectă a condiţiilor de muncă. Profesiograma reprezintă fotografierea în timp, cronometrarea minut cu minut a întregii actrivităţi a muncitorului de un anumit profil. Profesiograma va releva în primul rând, timpul real de expunere a muncitorului la noxe în diferite faze ale procesului tehnologic ca şi perioadele de timp în care acesta este antrenat şi în alte munci sau activităţi. O profesiogramă bine facută va demonstra în primul rând caracterul procesului tehnologic, dacă acesta este continuu sau discontinuu. Deci, în funcţie de acest caracter al procesului tehnologic se va alcătui şi planul de determinări la locul de muncă. Astfel, dacă ne aflăm într-o industrie cu un proces tehnologic continuu, determinările (recoltările de aer) se vor putea face la prima oră de la intrarea în tură a schimbului de dimineaţa, în perioada de mijloc a acestui schimb şi la sfârşitul lui. Determinările se vor repeta dupa aceleaşi criterii şi în celelalte schimburi de zi sau de noapte. Se procedează în acest fel pornindu-se de la premiza că în condiţiile unui proces continuu eventualele modificări de concentraţii ale noxelor în aer s-ar putea datora acumulării de noxe în timp, lipsei de ventilaţie, schimbării microclimatului exterior, precum şi altor cauze. Acesta va fi şi orarul recoltărilor probelor de aer obligatoriu, în cazul determinărilor de noxe în aerul zonelor de muncă într-o industrie chimică

11


modernă, mecanizată şi automatizată construită în aer liber, deoarece modificările de concentraţii ale noxelor vor fi legate în primul rând de microclimatul diferitelor ore din zi sau din noapte. Tot din profesiogramă vor apare (îndeosebi în cadrul industriilor chimice) şi alte momente importante din punct de vedere al igienei muncii şi cărora trebuie să li se acorde importanţa. De exemplu, pierderi de noxe în momentul prelevării probelor pentru analizele de laborator, necesare controlului procesului de producţie, momente în care au loc deobicei creşteri ale concentraţiilor la care vor fi expuşi muncitorii şi explicaţia intoxicaţiilor acute profesionale înregistrate adeseori. În condiţiile unui proces tehnologic discontinuu, prelevarea probelor de aer se va face în mod obligatoriu pe faza de proces tehnologic şi loc de muncă, indiferent de timpul scurs de la începerea lucrului sau de la intrarea în tură a muncitorilor. Sunt faze de proces tehnologic care pot ţine minute şi chiar fracţiuni de minute, momente în care eliminările de noxe pot să atingă concentraţii în aer atât de mari încât să depaşească cu mult expunerea şi riscul de intoxicare a muncitorului, concentraţii la care nu ar fi expus muncitorul nici pe o perioada de 6 sau 8 ore de muncă. Reiese de aici că principalul factor care determină ritmicitatea recoltării probelor de aer este procesul tehnologic. Dar frecvenţa şi recoltarea probelor de aer este condiţionată nu numai de noxe şi de nivelul concentraţiei lor în aer, de procesul tehnologic şi de sensibilitatea metodelor chimice de analiză, cât şi de alti factori legaţi de sistemul de recoltare a noxei (pe material filtrant sau în soluţie), de solubilitatea noxei sau reactivitatea ei cu soluţia reactivă etc. Principiul sistemului de recoltare al noxelor este esenţial. Dacă metoda de analiză prezintă suficiente garanţii de sensibilitate, necesitând pentru punerea în evidenţă a noxelor recoltarea unor volume mici de aer, acestea vor permite recoltarea unui număr mare de probe de aer într-o perioadă relativ scurtă de timp. Din cele expuse mai sus, reiese faptul că şi numărul probelor de aer ce trebuie recoltate dintr-un punct care urmează a fi caracterizat din punct de vedere toxicologic nu este şi nu poate fi fix sau stabilit cu precizie dinainte. Numărul minim de probe recoltate dintr-un anumit punct pentru evaluările de rutină poate fi de 3 pâna la 5 pentru fiecare operaţie, sau de

12


ordinul a 15-20 de probe adică atâtea încât să permită o caracterizare precisă şi reala a unui proces tehnologic, a unei operaţii sau a unui moment oarecare din cadrul procesului de muncă ce urmează a fi caracterizat. În principiu, dacă procesul tehnologic este continuu şi decurge în mod normal, dintr-un punct de recoltare se vor lua probe de aer cel puţin în 3 momente ale zilei: la începutul lucrului sau al unui schimb, la mijlocul şi la sfîrşitul schimbului. În cazul în care muncitorul efectuează şi unele operaţii obligatorii care determină eliminări de noxe în aer, se vor recolta probe de aer şi în aceste momente. Cu atât mai mult în cazul unor avarii sau în cazul verificării unor agregate ca şi în cazul unor procese tehnologice discontinue, probele de aer recoltate trebuiesc să fie suficiente pentru a permite o caracterizare corectă a acestui loc de muncă, operaţie sau proces tehnologic. Fără îndoială că, cu cât numărul de probe recoltate va fi mai mare, cu atât şi valoarea determinărilor va fi mai exacta mai reală. În general fiecare metodă de analiză chimică prevede volumul minim de aer necesar pentru o determinare. Dar volumul minim de aer al unei probe care să permită dozarea unei noxe la limita tolerabilă (VLE) lucru deosebit de important în cazul necesităţii de a determina o noxa noua din aer, se poate calcula pornind de la următoarea formulă:

Vmn= S x 22400 ● 760 ● 273 + t , în care

M x VLE P 273

Vmn= volumul minim de aer necesar determinării probei exprimat în litri; S = sensibilitatea metodei analitice, exprimată în mg; M= greutatea moleculară a substanţei de cercetat; VLE (CMA) = valoarea pragului recunoscut în ppm; P = presiunea barometrică exprimată în mm coloană de mercur; t = temperatura aerului exprimată în grade Celsius. Dacă temperatura şi presiunea nu sunt mult diferite de 250C şi 760 mm Hg se poate aplica ecuaţia simplificată. Dispozitivele de recoltare pot fi individuale (personale) sau colective (pentru locul de muncă).

13


- metoda de recoltare: aerul de la locul de muncă, care conţine toxicul profesional (toxicele profesionale) ce trebuie determinat, este aspirat într-un mediu absorbent , adsorbant sau filtrant capabil să-l reţină. Mediul absorbent poate fi un lichid (apă, soluţie chimică, etc.) mediul adsorbant poate fi gel de siliciu, aluminiu, carbine, etc. iar ca mediu filtrant se folosesc diferite filtre. În general mediile absorbente şi adsorbante se folosesc la recoltarea probelor de aer ce conţin toxicul profesional sub forma de gaze sau vapori toxici, iar mediul filtrant la recoltarea pulberilor toxice. Absorbitoare de tip macro şi micro. Principiul recoltării probelor de aer constă în trecerea lui printr-un lichid, sub formă de bule cât mai mic, pentru a favoriza reţinerea mecanică a substanţei în lichid sau pentru a fixa substanţa de cercetat printr-o reacţie chimică cu soluţia absorbanta. Absorbitoarele sunt de mai multe tipuri şi poartă denumirea celui care le-a propus, fie una din caracteristicile lor. Astfel, se cunosc microabsorbitoarele de tip Petri, Cloez, Drexel sau de tip impingiment a cărui principiu de funcţionare este cel de impact. Alte dispozitive sunt cunoscute sub denumirea de absorbitoare cu placa poroasa, cu lulea, etc. Capacitatea lor utilizare este de 10-20 ml soluţie, iar debitul de aspiraţie este între 0,5 şi 20 l/minut. Pentru o concentrare şi mai mare a unor noxe aflate în mediul de muncă se folosesc microabsorbitoarele confecţionate din sticla bazate pe acelaşi principiu cu absorbitoarele de mai sus, dar conţinînd volume şi mai mici de soluţie absorbantă. În acest sens, deosebit de apreciate sunt microabsorbitoarele în formă de “U” cu capilară, în care se pot introduce la nevoie şi bile de sticlă, şi a căror capacitate este de 2 – 5 ml soluţie, iar debitul de aspiraţie a aerului sub 0,5 l/minut. Pentru aerosoli cum ar fi: fum, ceaţă, pulberi de diferite nature (minerale, animale sau vegetale) se foloseste dispozitivul filtrante. Principiul lor de funcţionare este de a filtra aerul de cercetat printr-un material poros care poate fi hârtie de filtru, filtru de membrane, fibre de sticlă, etc. Porii acestor filtre fiind mici şi eficienţa reţinerii cantitative a noxelor este cu mult mai mare ca a celorlalte metode de aspiraţie. În plus în acest caz intervin fortele electrostatice care măresc cu mult eficienţa reţinerii. Aparatura de recoltare constă din dispozitive de aspiraţie a aerului (aspiratoare), dispozitivul de reţinere (absorbitoare, pâlnii) şi dispozitive

14


pentru măsurarea debitului sau a volumului de aer (debitmetre,rotametre, gazometre).

II.4.Determinarea analitică a noxelor Probele de aer de la locul de muncă, recoltate prin una din metodele amintite, sunt analizate. Pentru analiză se folosesc urmatoarele metode: - metode spectrometrice: spectrometrie de absorbţie atomică, spectrometrie de absorbţie moleculară UV/VIS; - metode cromatografice: cromatografie în faza gazoasă sau faza lichidă; - alte metode: turbidimetrice, gravimetrice, electrochimice (potentiometrice, polarografice) pot fi utilizate în unele cazuri; - metode de determinare rapide, orientative ( tubuşoare indicatoare); - metode rapide automate - în acest scop sunt folosite analizoare de gaze sau de compuşi organici volatili dotate cu senzori electrochimici sau celule fotoelectrice.

II.5. Exprimarea concentraţiilor toxicelor profesionale Concentraţiile de toxic profesional găsite în aerul locului de munca se exprimă în mg/m3 sau în ppm (parti per million) . De obicei, exprimarea pentru gaze şi vapori se face în ppm (parti per million). Dar, pentru o interpretare mai uşoară de cele mai multe ori, concentraţiile de toxic profesional în aer sunt exprimate în concentraţie masica (nu în volume) = mg/m3. Conversia de la ppm la mg/m3 şi de la mg/m3 la ppm se bazează pe condiţii standard şi anume: - presiunea atmosferica : 760 torri; - temperature 250C (770F); - volum molar : 24,45 l. Conversia de la ppm la mg/m3 şi de la mg/m3 la ppm se face conform formulelor:

- mg/m3 = ppm masa moleculara a toxicului profesional

24,45 - ppm = mg/m3 x 24,45 ‘

masa moleculara a toxicului profesional

15


II.6. Interpretarea rezultatelor

Rezultatele obţinute, exprimate în mg/m3, se compară cu valorile limită de expunere profesională pentru agenţii chimici (HG 1218/2006). Dacă nu se specifică astfel valoarea limită de expunere profesională pentru agenţii chimici, reprezintă valoarea limită a mediei ponderate cu timpul, pe o perioadă specifică (8 ore) şi termen scurt (15 minute). a) Modul de calcul al concentraţiei medii ponderată cu timpul Concentraţia medie ponderată cu timpul pe durata unui schimb de lucru rezultă dintr-un număr reprezentativ de determinari la locul de muncă respective, în diferite faze ale procesului tehnologic, cărora li se cunoaşte durata. Formula: (C1 xT1) +(C2 xT2) + (C3 xT3)+………………..+ (Cn xTn) Ttotal C1,C2,C3…Cn = concentraţiile medii ale diferitelor faze specifice ale procesului tehnologic, exprimate în mg/m3 T1,T2,T3…Tn = durata diferitelor faze specifice ale procesului tehnologic la care s-au făcut determinările exprimate în minute. Ttotal = timpul total de lucru al schimbului de lucru: 480 minute sau 360 minute (8 sau 6 ore pe zi). b) Cazul în care se găsesc simultan în aerul locului de muncă substanţe cu toxicitaţi diferite şi pentru care nu există metode de determinare separate a acestora, se va lua în considerare substanţa cu toxicitatea cea mai mare pentru aprecierea gradului de nocivitate a zonelor de muncă. c) Cazul în care la locurile de muncă se găsesc simultan mai multe substanţe toxice având un efect sinergic de tip aditiv, şi unde aprecierea riscului şi măsurilor de protecţia muncii necesare se face având în vedere acţiunea combinată a acestora. Se consideră că au un efect sinergic de tip aditiv substanţele toxice care au ca ţintă a agresisivitaţii lor acelaşi organ sau sistem al organismului,

16


ori care au acelaşi mecanism de acţiune. În aceste locuri de muncă, aprecierea riscului, respectiv a nivelului noxelor în aer în raport cu concentraţiile admisibile, se va face aplicând urmatoarea formula: C1 + _ C2 __ + …… + __Cn_ = 1 CMA1 CMA2 CMAn C1,C2……..Cn = concentraţiile găsite în aer pentru fiecare noxă CMA1, CMA2……CMAn = concentraţiile maxime admise pentru probele respective Dacă suma este <1 - amestecul de toxice profesionale din aer nu depăşeşte concentraţia admisibilă. Dacă suma este >1 - amestecul de toxice profesionale din aer depăşeşte concentraţia admisibilă, chiar dacă pentru fiecare toxic concentraţia admisibilă nu este depăşită.

III. EVALUAREA BIOTOXICOLOGICĂ A PERSONALULUI

EXPUS PROFESIONAL LA AGENŢI CHIMICI

Sănătatea ocupaţională necesită o cercetare multidisciplinară pentru prevenirea afectuării sănătaţii care poate rezulta în urma unei expuneri excesive, acute sau cronice la agenţi chimici. Detectarea timpurie a expunerilor dăunătoare poate scădea semnificativ apariţia unor efecte adverse prin reducerea nivelului de expunere şi luarea unor măsuri de prevenţie. Monitorizarea expunerii este un procedeu care constă în evaluarea de rutină şi interpretarea parametrilor biologici şi/sau ambientali în scopul detectării riscurilor posibile pentru sănătate. Acest mod de abordare necesită:

a. definirea nivelelor limită de expunere, nivele care în acord cu actualele cunoştinţe sunt estimate să nu cauzeze efecte adverse în timpul vieţii muncitorilor; b. aprecierea obişnuită a posibilelor riscuri pentru sănătate asociate cu expunerea prin compararea expunerii crescute sau integrate cu aceste limite de expunere permise.

17


Monitorizarea biologică a expunerii este de obicei rezervată pentru agenţii chimici care pătrund în organism şi exercită efecte sistemice. Foarte puţine teste biologice au fost propuse pentru identificarea sau monitorizarea chimicalelor prezente la interfaţa dintre mediu si organism (piele, mucoasa gastrointestinală sau mucoasa tractului respirator). Exemple de astfel de teste ar fi – analiza nichelului în mucoasa nazală sau numărarea corpilor azbestozici în spută. Pentru substanţele active sistemic, monitorizarea expunerii reprezintă abordarea cea mai eficace pentru evaluarea riscului potenţial pentru sănătate deoarece, un indicator biologic este în mod normal mai strâns legat de un efect sistemic decât orice masurătoare de mediu. Monitorizarea biologica a expunerii integrează absorbţia chimică pe toate căile (pulmonară, orală, cutanată) şi din toate sursele (profesionale, ambientală, alimentară etc.) luând în consideraţie şi factorii individuali care pot influenţa ingestia sau absorbţia substanţelor chimice cum ar fi : sexul, vârsta, activitatea fizică, etc. Modul de acţiune a substanţelor toxice exogene asupra organismului uman are trei faze:

a. faza de expunere, când organismul intră în contact cu toxicul; b. faza toxicocinetică, acţiunea organismului asupra substanţei toxice. Această fază conţine: absorbţia, ditribuţia, depozitarea sau acumularea, biotransformarea sau metabolizarea şi eliminarea substanţei din organism; c. faza toxicodinamică, acţiunea organismului asupra noxei ce cuprinde fenomenele care au loc în organism la diferite nivele, conducând, în final, la efectul toxic.

III.1.Pătrunderea substanţelor toxice în organism Principalele căi de pătrundere a substanţelor toxice în organism sunt:

- calea respiratorie; - alte căi transmucoase; - calea cutanată; - calea digestivă; - calea placentară; - calea mamară.

18


Acestea sunt căi de pătrundere indirecte sau mediate. În afara acestor căi mai sunt şi căile de pătrundere directe (imediate sau parenterale) care asigură pătrunderea substanţei în ţesut printr-un mijloc mecanic, cum ar fi: calea intravenoasă,

- calea subcutanată, - calea intramusculară, - calea intradermică,

şi sunt utilizate în toxicologia industrială în experimentele pe animale de laborator. În mediul industrial principala cale de pătrundere a substanţelor toxice în organism este calea respiratorie (80 – 90 % din intoxicaţiile profesionale se produc pe această cale), apoi transcutanată şi gastrointestinală. Pătrunderea substanţelor din mediul exterior în interiorul organismului presupune traversarea uneia sau mai multor membrane biologice înainte de a ajunge la centri activi. Traversarea membranelor este condiţionată de mai mulţi factori:

- natura chimică şi organizarea moleculelor din compoziţia membranei; - proprietaţi fizico-chimici ale substanţei toxice; - structura fizico-chimică a moleculelor mediului de o parte şi de cealaltă a membranei.

Traversarea membranelor se poate face prin difuziune simplă (pasiva) sau prin transport activ. Difuziunea simplă este caracteristică substanţelor organice neâncarcate electric. Singura barieră în traversarea unei membrane o constituie stratul lipidic membranar. Substanţele cu coeficient mare de repartiţie lipide/apă difuzează cel mai rapid. Prin difuziune simplă traversează membranele compuşi gazoşi şi volatili cu greutate moleculara mica (halogeni şi derivaţii lor, HCH, CS2, CO, CO2 , etc), compuşi organici volatili (hidrocarburi, alcooli şi fenoli, hidrocarburi alifatice clorurate, glicoli, nitro şi aminoderivati, etc.) acizi organici (acid oxalic, acid salicilic, etc.). Transportul activ este caracteristic ionilor minerali pentru care membranele biologice sunt slab permeabile. Principalele substanţe care traverseaza prin acest mecanism sunt: As, Sb, Hg, Pb, Cr, Cd, floruri şi fluorosilicaţi, azotaţi, etc.) .

19


Atât fătul cât şi copilul mic nu au sistemul enzimatic bine format astfel încât sunt foarte vulnerabili la acţiunea unor substanţe chimice din mediul de muncă. a) Pătrunderea substanţelor pe cale respiratorie Pătrunderea noxelor profesionale prin arborele traheo-bronşic–alveolar are o mare importanţă deoarece legătura între mediul extern şi sânge se face direct, iar suprafaţa alveolară este foarte mare ceea ce îi conferă o mare capacitate de absorbţie pentru substanţe gazoase şi lichide cu tensiune de vapori mare, ca şi pentru particulele fine, lichide şi solide aflate în suspensie stabile în aer (aerosoli, aeroemulsii sau ceaţa, fumuri, etc.). Deosebit de activi sunt aerosoli metalici care în această stare sunt încărcaţi electric, încât se menţin în aer pâna ce ajung la nivel alveolar, sarcinile electrice îi împiedică să se aglomereze şi astfel să fie reţinuţi în căile aeriene superioare, ceea ce le-ar micşora toxicitatea. Gazele şi vaporii pătrunşi în tractul respirator se comportă diferit în funcţie de solubilitatea şi reactivitatea lor chimică. Astfel, gazele solubile în apă se dizolvă şi acţionează doar la nivelul căilor respiratorii superioare. Gazele şi vaporii mai putin solubili ajung la nivelul alveolelor pulmonare unde se manifestă acţiunea lor toxică. Gazele şi vaporii liposolubili traversează bariera alveolo-capilară şi absorbţia lor în sânge depinde de solubilitatea lor în sânge, debitul sanguin, rata metabolizării şi ventilaţiei. Substanţele au solubilitate mică în sânge se elimină în procent mare tot prin respiraţie b) Pătrunderea substanţelor pe cale cutanată Transcutanat se absorb în special solvenţii organici şi pesticidele.Când o substanţa chimică ajunge în contact cu pielea, pot există patru acţiuni: - pielea şi stratul de grăsime şi transpiraţie care o acoperă, se pot comporta ca o barieră efectivă prin care substanăa nu poate pătrunde; - substanţa poate reacţiona cu suprafaţa pielii producând iritaţii (acizii, alcalii, solvenţi organici); - substanţa poate pătrunde prin piele şi poate cauza sensibilizări (aldehida formică, nichelul, anhidrida ftalică, etc.);

20


- agentul chimic poate pătrunde prin piele şi trecând în sânge îşi execită acţiunea toxică asupra organismului (aniline, parathion, tetraetil de plumb). Doar un mic număr de substanţe sunt absorbite prin piele în cantităţi de risc. Pentru a pătrunde prin piele, substanţa trebuie să urmeze unul sau mai multe din urmatoarele trasee: celulele epidermale, glandele sebacee, glandele sudoripare, feliculii piloşi. Calea prin celulele epidermale şi stratul cornean de dedesubtul acestora, pâna în sânge, este probabil calea principală de penetraţie deoarece acest ţesut constituie cea mai mare parte din suprafaţa pielii. Absobţia este mai rapidă prin pielea zgâriată sau inflamată, de aceea substanţele chimice care în mod normal nu sunt considerate riscuri pot fi periculoase pentru indivizii suferind de dermatoze inflamatorii active. c) Pătrunderea substanţelor pe cale gastrointestinală Calea gastrointestinală este mai puţin importantă în condiţiile expunerii profesionale, deoarece cantitatea de toxic pătrunsă pe această cale, este în general mică şi de asemenea legătura cu circulaţia sanguină se face prin intermediul ficatului care este principalul organ detoxifiant al organismului. Aceasta cale de pătrundere a substanţelor toxice din mediul de muncă este determinat în principal de o igienă individuală inadecvată (miini murdare, alimente contaminate cu substanţe chimice). d) Pătrunderea substanţelor pe cale transplacentară şi pe cea mamară Placenta constituie bariera prin care au loc schimburile între circulaţiile sanguine materne şi fetale.Prin placentă pot trece gaze şi vapori volatili (alcooli, chloroform, eter), substanţe hidro-solubile (Hg, Pb) şi unele substanţe hidrosolubile ( benzene, eter). Pe cale mamară prin secreţia lactate pot trece şi unele substanţe chimice la copilul alăptat la sân. Atât fătul cât şi copilul mic nu au sistemul enzimatic bine format astfel încât sunt foarte vulnerabili la acţiunea unor substanţe chimice din mediul de muncă.

21


e) Pătrunderea substanţelor pe alte căi indirecte Alte căi transmucoase prin care pot pătrunde în organism substanţe toxice sunt conjunctiva, mucoasa bucala şi mucoasa rinofaringiană. Aceste căi sunt rar întâlnite în expunerile profesionale.

III.2.Fixarea, distribuţia şi depozitarea toxicelor profesionale Dupa absorbţie, adică după pătrunderea în sânge sau în limfa circulantă , substanţa exogenă rămâne un timp scurt în această fază, fie sub formă liberă (dizolvată în lichidul plasmatic), fie fixate pe hematii sau legate de proteinele plasmatice. Capacitatea de fixare pe proteinele sanguine variază cu natura substanţei şi cu specia animală. Spre deosebire de receptori, care fixează numai substanţa cu o anumită structură, proteinele plasmatice sunt capabile să fixeze molecule mici cu structuri foarte variate, deci fenomenul nu este specific. Fixarea se realizează prin diferite tipuri de forţe intermoleculare, în funcţie de distanţa, caracteristicile situsurilor de fixare de pe macromolecula proteică. Astfel, unele metale (de exemplu Pb) se fixează, sub formă de pulberi, vapori sau compuşi anorganici, pe eritrocitele în proporţie de 90 %. Numeroase medicamente şi substanţe toxice se leagă de proteinele plasmatice: benzene, toluene, clorura de etil, barbiturice, unele antibiotice, etc. ceea ce întârzie biotransformarea şi deci eliminarea acestora din organism. Distribuţia reprezintă transportul sau transferul substanţei din sânge în ţesuturi şi organe sau în alte lichide de distribuţie.Unele substanţe difuzează uniform în toate ţesuturile (de exemplu alcoolul etilic). Majoritatea se distribuie însa efectiv în anumite ţesuturi datorită faptului că permeabilitatea membranei celulare din diferitele ţesuturi nu este aceeaşi pentru toate substanţele. De aici decurge o repartiţie neuniformă a aceleiaşi substanţe în ţesuturi diferite: iodul se acumulează selectiv în glanda tiroidă, zincul în oase etc. Depozitarea poate avea loc în: - ţesut adipos – în cazul solvenţilor organici, pesticide, organoclorurate, nitroderivaţi etc.; - ţesut osos: Pb, Sc, Ba, Ca, F, P;

22


- celulele sistemului reticulo-endotelial joacă rol în fagocitoză şi pinocitoză, înglobând particule mari, ca virusuri, bacterii, particule coloidale etc. - proteine tisulare – se formează complecşi cu constituienţii diferitelor parenchime, apoi aceştia se disociază lent, ca urmare a metabolismului proteic. o fanere – arsen, seleniu o piele – aur , argint o lichidele necirculante normale ( lichid cefalorahidian) şi patologice (lichid pleural sau ascetic) pot depozita unele substanţe exogene.

III.3. Biotransformarea toxicelor profesionale Biotransformarea sau metabolizarea substanţelor exogene reprezintă conversia enzimatică a acestora în metaboliţi mai polari, mai uşor excretabili (pentru ca strabătând mai greu barierele lipoidice, reabsobţia tubulară este mai redusă) şi de obicei mai puţin toxici. Compuţii exogeni sunt acei compuşi care pătrunşi în organism nu sunt utilizaţi pentru producerea de energie sau elaborarea componenţilor tisulari: în general ei sunt străini căilor metabolice normale ale organismului. Organismul animal are posibilitatea de a metaboliza majoritatea structurilor chimice cunoscute. Dintre compusii exogeni, doar două categorii de substanţe nu suferă metabolizare şi sunt eliminate ca atare. Aceştia sunt: - compuşii puternic polari ( acizii şi bazele tari) - unii compuşi nepolari cum ar fi eterul etilic, dieldrin, etc. Metabolizarea substanţelor toxice are loc de obicei în doua faze. Dupa Williams aceste transferări s-ar prezenta astfel: - un compus A (biologic active sau inactive) este transformat prin reacţii de oxidare, reducere sau hidroliză într-un compus, care fie este ultractiv B, fie este inactive B’. - în faza II, compuşii A,B,B’ pot trece într-un compus C, inactive, în general rezultatul unei sinteze. Exemplificarea acestor transformări este prezentată în figura următoare:

23


Fig. 1. Metabolismul calitativ (dupa Williamas)

Reacţiile din faza I de metabolizare sunt reacţii de oscilare reducere sau hidroliză prin care se introduc în molecula grupări reactive, cu polaritate crescută: -OH; -COOH,-SH, -NH2. Cea mai des întâlnită reacţie din faza I de metabolizare este cea de oxidare. Totuşi pot fi întâlnite şi celelalte tipuri de reacţii deoarece substanţele exogene suferă biotransformări multiple, dintre care una este calea principală, iar celelalte căi secundare. Reacţiile din faza I sunt prezentate în tabelele de mai jos:

REACŢII DE OXIDARE

REACŢIA EXEMPLE

hidroxilarea catenei alifatice toluen – acid hipuric

hidroxilarea aromatică benzenul – fenoli

N-oxidarea Trimetilamina –trimetilamino-N-oxid

S-oxidarea Clorpromazina

O-dezalchilarea codeine – morfina

N-dezalchilarea etilamina – aniline –acetaldehida

S-dezalchilarea metiltipurina- tiopurina

dezaminarea oxidative benzilamina-benzaldehida-amoniac

24


REACŢIA EXEMPLE

Desulfurarea parationul-paraoxonul

Epoxidarea aldrinul – dieldrinul

oxidarea cu deschiderea ciclului nicotina-acid gamma(3piridil)-gamma-metil-aminobutiric

REACŢII DE REDUCERE

Aldehide → alcool primar R-CHO-R-CH2OH

Cetone → alcool secundar R-CO-R’-R-CHOH-R’

Saturarea dublei legaturi R-CH=CH-R’-R-CH2-CH2-R’

Nitroderivat →nitrozoderivat→hidroxilamina→amina

R-NO2-R-NO-R-NHOH-R-NH2

Azoderivat → hidrazoderivat → amina R-N=N-R’-R-NH-NH-R-R-NH2+R’- NH2

Acid hidroxaminic → amida R-CO-NHOH-R-CO- NH2

Disulfura → sulfhidrol R-S-S-R’-R-SH+R’-SH

As+5 → As+3 R-AsO(OH)2 –R-As=O

REACŢII DE HIDROLIZĂ

Reacţia Formulă generală Exemple

Dezesterificare R-COO-R’-R-COOH=R’-OH atropine – acid atropic + tropanol

Dezaminare R-CONH-R’-R-COOH+R’-NH2 lidocaina-etilenglicocol + xilina

Sediul metabolizării poate fi, în principal, orice organ sau ţesut însa, sediul principal este ficatul. Sediul metabolizarii nu corespunde întotdeauna cu sediul principal al acţiunii toxice. Astfel: - metanolul se metabolizează în principal în ficat, dar efectul toxic se manifestă la nivelul retinei, SNC sau rinichiului. - Β naftilamina se hidrolizează în ficat, dar efectul cancerigen apare la nivelul vezicii urinare; - tetraetilul de plumb se metabolizează la trietil de plumb în ficat, dar acest metabolit este în principal toxic pentru SNC. Reacţia de metabolizare a substanţelor exogene sunt catalizate de enzime. Astfel de enzime ce controlează reacţiile din faza I de metabolizare sunt:

25


- oxidaze sau hidrolaze (introduce gruparea OH în ciclurile aromatice sau catene alifatice); - aminooxidaze (dezaminează oxidative şi înlocuiesc gruparea NH2 cu cetona sau acid); - N-metil sau O-metiltransferaze (favorizează îndepărtarea radicalilor); - decarboxilare (elimină CO2 din acizii organici); - reductaze (reduce gruparea nitro); - esteraze (hidrolizează esterii). Efectele metabolizării din faza I sunt importante din punct de vedere toxicologic, deoarece: - metaboliţii sunt mai polari, dar nu în mod obligatoriu şi mai puţin toxici de aceea termenul de “biotransformare” nu este sinonim cu “detoxifiere”; - apariţia unor metaboliţi mai toxici explică faptul că unele substanţe exogene sunt inactive “in vitro”, dar active “in vivo”; - apariţia metaboliţilor cu activitate diferită de a compusului initial; - activarea sau inhibarea enzimelor microsomale sub acţiunea xenobioticelor administrate concomitent sau anterior, dă naştere la fenomenul de “inducţie” respectiv “inhibiţie” enzimatică. La unele substanţe chimice prin reacţiile din faza I , li se reduce toxicitatea. Astfel, toxicitatea benzenului pentru măduva hematoformatoare este suprimată prin hidroxilarea inelului aromatic (fenolul si polifenolii ce se formează au o toxicitate redusă pentru măduva hematoformatoare). Benz(a) pirenul (substanţa potential cancerigenă) este transformat prin hidroxilarea inelului aromatic 3 hidroxipiren respectiv 6 hidroxipiren care nu sunt cancerigene. La alte substanţe, metaboliţii rezultaţi din faza I de metabolizare sunt mai toxici decât substanţele iniţiale. Pb-tetraetilul nu are acţiune asupra SNC, dar metabolitul sau Pb-trietil rezultat prin dezetilare oxidativă, produce encefalopatia toxica. În cazul compuşilor amino şi nitro aromatici , acţiunea methemoglobinizantă este datorată metaboliţilor formaţi prin oxidarea compuţilor amino sau prin reducerea compuşilor nitro, metabolite identici pentru ambele categorii (cel mai important fiind aminofenolul).

26


În faza a II-a de metabolizare, grupările reactive preexistente sau formate în faza I-a se combină cu un compus endogen realizându-se o conjugare sau sinteză.Reacţiile de conjugare sunt prezentate în tabelul urmator. Principala reacţie de conjugare este glucuronoconjugarea probabil datorită faptului că agentul de conjugare, nucleotidul şi enzimele implicate sunt prezentate în majoritatea ţesuturilor şi de asemenea din cauza varietaţii grupelor pe care acidul glucuronic le poate transfera. Sulfoconjugarea are loc de obicei, în paralel cu glucuronoconjugarea. Gruparea sulfat provine din tioaminoacizi (metionina, cisteina) şi numai în mică masură din sulfat mineral. Acetilarea este conjugarea specifică compuţilor cu grupări aminice. Radicalul acetil poate proveni din oxidarea fiziologică a alcoolilor sau acizilor alifatici şi este activată de coenzima A si tiamina, înainte de conjugare. Glicocoloconjugarea are rol de a bloca grupările – COOH legate la un nucleu aromatic fie direct fie prin intermediul unei catene laterale. Glucuronoconjugarea este întâlnită numai în câteva cazuri . metilarea este procesul biologic normal al grupărilor –NH2. gruparea metil este dată de bazele xantinice, betaina, colina, metionina, etc. În general metabolizarea substanţelor exogene are loc în 2 faze aşa cum se întâmplă în cazul benzenului care în prima fază este oxidat la fenoli, iar în a doua fază aceştia sunt conjugaţi cu acid glucuronic sau un radical sulfat. Dacă compusul exogen posedă una din grupele reactive, poate fi conjugat direct fară transformări prealabile prin reacţii care caracterizează faza I de metabolizare. Astfel fenolul este direct conjugat cu radical sulfat sau cu acid glucuronic, radicalul cian (din acid cianhidric sau cianuri) este conjugat direct la tiocianat netoxic. Unii compuşi chimici pot fi metabolizaţi în întregime prin reacţiile fazei I de metabolizare pentru că produşi de transformare nu suferă conjugare din cauza propritaţilor lor fizico-chimice. Alcoolul etilic este metabolizat prin reacţii ale fazei I la CO2. acidul acetic care se formează ca intermediari în oxidarea alcoolului, posedă grupa –COOH care ar putea fi conjugată, dar această reacţie nu are loc probabil din cauza rapiditaţii cu

27


care acidul acetic se metabolizează la CO2 prin intermediul acetilcoenzimei A.

28


III.4. Eliminarea in organism

Eliminarea reprezintă îndepărtarea din sânge, limfă, lichid interstiţial, celule, ţesuturi, a substanţelor toxice şi/sau a metaboliţilor polari şi ionizaţi. Calea, viteza, durata şi gradul eliminării depind de factori fizico-chimici şi biologici. Oricum, nocivitatea unei substanţe toxice este cu atât mai mare cu cât eliminarea sa este mai lenta. Căile principale de eliminare sunt: renală, digestivă, pulmonară, transcutanată. Calea renală este principala cale de eliminare a substanţelor toxice ţi hidrosolubile din organism, eliminându-se în general, cele cu masă moleculara pâna la 400. Excreţia renală se realizează prin : filtrare glomerulară, reabsorbţie tubulară şi secreţie tubulară. Viteza eliminării urinare depinde de: - debitul urinar care, la rândul sau, este dependent de parametri interni şi externi; - viteza de fixare pe proteinele plasmatice (cu cât substanţa toxică este legata într-un procent mai mare, cu cât se elimină mai lent; - pH-ul urinar – o parte din substanţa toxică sau din metabolitul ei filtrate glomerular, se poate reabsorbi tubular. Compuşii cu molecule puţin disociat se elimină în funcţie de pH-ul urinei tubulare, astfgel pH-ul alcalin favorizează eliminarea substanţelor acide în forma ionizantă, iar pH-ul acid favorizează eliminarea substanţelor bazice. Electroliţii tari se elimina rapid, indiferent de pH-ul urinar, deoarece ei sunt complet disociaţi. - activitatea sau inhibarea enzimatică poate modifica ritmul normal al eliminarii urinare; - vârsta, integritatea funcţiei renale, afectarea funcţiei renale poate cauza reducerea cantităţii eliminate şi în consecinţa devine un factor de toxicitate. Calea digestivă (sucurile digestive şi bila) este caracteristica pentru compuşii insolubili sau, puţin solubili cu mase moleculare de 400 – 500. Calea pulmonară este caracteristică pentru gaze şi substanţe volatile cu presiune mare de vapori la temperatura corporală, care

29


străbat prin membrane alveolocapilare şi, ajungând la alveole, sunt evacuate prin expiraţie. Eliminarea respiratorie are loc atât prin epiteliul alveolar, dar şi prin secreţie bronşică sau nazală. Prin tegumente, fanere, glande sudoripare se elimina metale grele, arsen, halogenuri şi unele substanţe volatile.

III.5. Determinarea substanţelor chimice sau a metaboliţilor acestora în fluidele corpului.

Majoritatea testelor accesibile pentru monitorizarea biologică a expunerii la agenţii chimici se bazează pe determinarea substanţei sau a metaboliţilor săi, în mediile biologice. În mod obişnuit, materialele biologice folosite pentru analiză sunt: urina, sângele şi aerul alveolar. Analize în alte materiale biologice cum ar fi : lapte, grăsime, fir de păr, fanere, placentă se fac în general în scop de cercetare stiinţifică, nu de monitorizare. Urina este folosită în general pentru substanţele anorganice (metale) sau organice care sunt biotransformate rapid la compuţi mai hidrosolubili. Cea mai simpla metodă de exprimare a eliminarii unor compuşi în urină este masa per unitatea de volum. Totuţi, concentraţia urinei poate fluctua datorită multor factori externi şi interni care nu sunt datoraţi expunerii. De aceea este necesar minimalizarea influenţei acestor factori care pot confunda interpretarea expunerii. Cea mai uzuală este raportarea la creatinină. Raportarea la creatinină este atribuita pentru prima data lui Hill in 1953, care a utilizat-o în analiza anilinei în urină. Creatinina poate fi utilizată cu succes la corectarea concentraţiei urinei atunci când substanţa este eliminată în principal prin filtrare renala ,nu se poate utiliza însa la substanţele care implică eliminarea pasivă ţi absorbţia, procese care sunt dependente de concentraţie. Muncitorilor cărora li se recoltează urina trebuie bine hidrataţi când efectuează această operaţie. Dacă debitul urinar scade sub 1ml/min, colectarea urinei trebuie repetată după ce muncitorul a fost mai bine hidratat.

30


La recoltarea probelor de urină, cele foarte diluate sau foarte concentrate nu pot fi utilizate şi este necesară o noua recoltare de probe. Mecanismul eliminării unor “determinaţi” poate fi alterat dacă proba de urină este foarte concentrată (greutate specifica > 1.03 si creatinina > 3 g/l ) sau foarte diluată ( greutate specifică < 1.01 şi creatinina < 0.5 g/l). Metoda cea mai folosită pentru determinarea creatininei este reactia Jaffe modificată (reacţia cu acidul picric în mediu alcalin). Sângele este folosit pentru unele din substanţele anorganice şi pentru substanţele organice care sufera biotransformare înceata. Aerul alveolar este folosit pentru determinarea substanţelor volatile.

III.6 Criterii de selectare a testelor biologice Testele de măsurare a substanţei sau a metaboliţilor ei în material biologic pot fi clasificate în două categorii: a. teste selective b. teste neselective a. Testele selective include majoritatea testelor folosite în mod curent în medicina ocupatională. Substanţa nemodificată este masurată in mediul biologic în urmatoarele situaţii: - când substanţa nu suferă procesul de biotransformare (cazul majoritaţii substanţelor anorganice) - când substanţa este puţin metabolizată (de exemplu metilcloroformul sau tetracloretilena); - când expunerea este prea mica pentru ca o cantitate semnificativă de metabolit să fie produsă (de exemplu expunerea uşoară la benzene); - când se cere un grad mai mare de specificitate. Determinarea substanţelor chimice modificate poate avea o mai mare specificitate decât aceea a unui metabolit care poate fi comun mai multor substanţe. Majoritatea substanţelor chimice organice sunt metabolizate rapid la compuşi mai solubili şi care sunt uşor extractibili prin bilă sau urină. Măsurarea concentraţiilor metaboliţilor urinari specifici este de obicei mai uşor acceptată de către muncitori comparativ cu recoltarea de sânge.

31


b. Testele neselective sunt utilizate ca indicatori specifici de expunere la un grup de substanţe. Astfel de teste neselective sunt prezentate în continuare: - determinarea metabolitţilor diazopozitivi în urină – test propus pentru monitorizarea expunerii la amine aromatice; - determinarea tioeterilor urinari – excreţia urinară de tioeteri este crescută în urma expunerii la substanţe electrofile şi de aceea a fost propusă pentru monitorizarea expunerii profesionale la substanţe cancerigene sau mutagene. Determinarea tioeterilor poate fi aplicată cu success în industria cauciucului şi a anvelopelor radiale; la obţinerea asfaltului, la gazele de eşapament de la motoare Diesel, în expunerea la compuşi alchilclorurati, etc.; - determinarea activitaţii mutagene a urinii - o activitate mutagenă ridicată a fost observată în urina muncitorilor din industria caucicucului, cocserii, muncitorilor expuşi la epiclorhidrina, anestezice şi medicamente citostatice. Ca şi în cazul tioterilor urinari şi în cazul activitaţii mutagene a urinii fumatul este un factor important în cresterea acestei activitaşi. Din cauza lipsei de specificitate şi existenţa unei variabilităţi individuale largi, testele neselective nu sunt deosebit de relevante pentru expunere individuală, totuşi, când se foloseşte un grup de control adecvat, ele pot fi utile pentru identificarea grupelor de risc. În practică numai câteva teste biologice pot fi folosite pentru monitorizarea expunerii la chimicale industriale. Înainte ca programul de monitorizare biologică să fie implementat, parametrul (parametrii) cei mai adecvaţi trebuie selectaţi prin luarea în consideraţie a urmatoarelor condiţii: - specificitatea parametrului; - sensibilitatea parametrului – trebuie să fie o corelaţie puternică între parametru şi expunerea externă; - variabilitatea analitică şi biologică a testului; - aplicabilitatea ţestului incluzând costul şi disconfortul pentru subiecţi. Pe baza acestor consideraţii, existenta unei valori limită biologică este un element

32


important care trebuie luat în consideraţie când se selecteaza testul de monitorizare biologica a expuşilor profesional.

III.7. Interpretarea rezultatelor

Rezultatele testelor de monitorizare biologică pot fi interpretate în mai multe moduri: 1. interpretarea pe baza individuală; acest mod de interpretare este posibil numai dacă variabilitatea inter individuală a parametrilor este mica şi specificitatea lui este mare; 2. interpretarea pe baza de grup - în situaţia în care toate valorile observate sunt sub valoarea limitei biologice tolerabile, se poate considera că exista condiţii de muncă satisfacatoare la locul de muncă investigat. Dacă, toate sau majoritatea rezultatelor sunt peste valoarea limitei, condiţiile de expunere generală trebuie sa fie corectate. 3. Cea de –a treia situaţie este atunci când majoritatea personalului expus poate să aibă valori sub nivelul de limită biologică, dar câţiva pot avea valori anormal de mari. În această situaţie pot fi doua interpretări: a. fie subiecţii cu valori mari desfaşoară activităţi care-i expun la nivele superioare de noxă, în care caz se pot identifica categoriile de meserii pentru care condiţiile de muncă trebuie îmbunătăţite; b. fie muncitorii desfăşoară acelaşi tip de activităţi cu cei care au valori mai mici şi în acest caz doza lor interna superioară poate rezulta din deprinderi igienice diferite. La interpretarea rezultatelor trebuie ţinut cont că metabolismul xenobioticelor poate fi influenţat de factori endogeni şi exogeni. Factorii endogeni pot fi genetici sau fiziologici cum ar fi vârsta, sexul şi starea de sănătate . de exemplu, insuficienţa hepatică poate fi asociată cu o biotransformare scăzută a xenobioticelor, în timp ce afecţiunile renale pot tulbura eliminarea acestor substanţe în urină. Dintre factorii exogeni, un rol important în biotransformarea substanţelor chimice, o au alcoolul şi fumatul.

Consumul de alcool a crescut în proporţii considerabile în numeroase ţări, ceea ce a dus la multiplicarea problemelor legate de acesta ca de exemplu: mortalitatea prin ciroză hepatică dependenţa de

33


alcool şi o multitudine de alte efecte nefaste cum ar fi: accidentele, criminalitatea, etc.

În ultimii 10 ani acest consum a rămas relativ stabil în câteva ţări şi a diminuat în altele. Cu toate aceste variaţiuni în tendinţa naţională, abuzul de alcool ridica probleme enorme sanitare, sociale şi juridice în numeroase ţări din Europa şi din lumea întreagă.

Alcoolul este o substanţa psihotropă considerat ca unul dintre cele mai vechi droguri ale umanităţii.Cu toate că este interzisă consumarea băuturilor alcoolice la locul de muncă, un consum rezonabil de bere sau băuturi cu un conţinut scăzut de alcool este totuşi tolerat.

În mod frecvent muncitorii sunt expuşi simultan la diferiţi agenţi chimici, biologici şi psiho-sociali, la care se adaugă în plus terapia medicamentoasă, tabagismul sau consumul de alcool, care pot influenţa sensibilitatea individuală la expuneri profesionale.

Alcoolul etilic este un agent narcotic, neurotoxic şi hepatic care poate influenţa toxicitatea unui numar mare de substanţe chimice.Combinarea diferiţilor factori exogeni, în mediul de muncă sau în afara lui, pot avea un efect diferit de cel provocat de fiecare dintre aceşti factori luati izolat.

În condiţiile expunerii muncitorilor la diferite noxe chimice, interacţiunea acestora cu alcoolul consumat depinde de mai mulţi factori cum ar fi: - cantitatea de alcool consumată în relaţie cu nivelul concentraţiilor noxelor din aerul zonelor de muncă; - perioada de timp a consmului de alcool în raport cu perioada expunerii profesionale; - alte elemente extraprofesionale (consum alimentar, fumat, starea de sănătate generală precum şi cea a unor organe ţintă comune, sistemul nervos central, ficat, rinichi, etc.). Alcoolul etilic (etanolul) este absorbit în tractul gastrointestinal, prin difuzie simplă. Absorbţia alcoolului etilic este mai uşoară la bere şi vin decât la băuturile distilate.

Difuzia acestui alcool în toate celulele organismului este uşoară, datorită circulaţiei sanguine. Astfel etanolul din sânge ajunge uşor şi rapid în ţesutul cerebral, însă distribuie mai greu în muşchii striaţi.

Metabolizarea hepatică a etanolului parcurge trei etape:

34


1. etanolul este oxidat în prezenta alcooldehidrogenazei sau catalazei la acetaldehida; 2. acetaldehida este convertită la acetate în mitocondrii; 3. acetatul produs în ficat este transferat în sânge şi oxidat în ţesuturile periferice la dioxid de carbon, acizi graşi şi apă. Consumul pe termen lung de etanol conduce la proliferarea reticulului endoplasmatic cu modificarea nivelului citocromului P450 de către etanol este asociată cu modificarea metabolismului (creşterea) şi în unele cazuri cu toxicitatea unor compuşi cum ar fi tetraclorura de carbon, aniline, etc. În contrast cu aceasta etanolul inhibă metabolismul unor xenobiotice în “vitro” (stiren, benzen, toluen, benz(a)piren, etc.). Există doua posibilităţi de explicare a acestui fenomen: competiţia directă a citocromului P450 sau descreşterea cofactorului în sistemul monooxigenaza. Agenţia Internatională pentru cercetarea cancerului (IARC) dedică în 1988 o monografie a consumului de alcool. Se menţionează astfel că pretratarea la animalul de laborator cu alcool etilic modifică metabolismul hepatic al unor agenţi chimici ca de exemplu hidrocarburi, alcooli, cetone, amine aromatice, etc. Unele studii au evidenţiat că la persoanele expuse la tricloretilena, consumul anterior de alcool etilic a dus la inhibarea cu 40 % a metabolizării tricloretilenei în acid tricloracetic şi tricloretanol, iar concentraţia tricloretilenei în sânge a fost de aproximativ 2,5 ori mai mare decât în cazul în care nu s-a ingerat alcool. Această interacţiune a alcoolului în metabolizarea tricloretilenei poate explica intoleranţa la alcool printre muncitorii expuşi profesional. Consumul de alcool induce o forma de citocrom P450 care este luat din enzimele microsomale. Această enzimă P450, este caracterizată prin marea sa afinitate pentru substanţele cu masă moleculară mica, inclusiv solvenţi organici. Deci, consumul de alcool este unul dintre cei mai importanţi factori extraprofesionali care afectează toxicitatea solvenţilor organici. Consumul de alcool etilic stimulează şi absorbţia unor metale grele (plumb, cadmiu, mangan) precum şi depozitarea acestora în organele

35


bogate în grăsimi şi deci întârzie eliminarea acestora din organism şi creşte riscul de intoxicaţie profesională. În literatura de specialitate se arată că, între expunerea profesională la agenţi chimici şi consumul de alcool există trei diferenţe majore. 1. Dupa îngerarea unei cantităţi de aproximativ 12 g alcool etilic, concentraţia acestuia în sânge este de cca. 1000 de ori mai mare decât concentraţia substanţelor chimice inhalate sau absorbite dermal în timpul expunerii la noxe în limite admisibile. 2. Etanolul este ingerat, iar chimicalele industriale sunt inhalate sau pătrund prin piele. În consecinţă, primul efect asupra ficatului apare la etanol, deci biodisponibilitatea etanolului pentru metabolismul hepatic este mai mare decât cea a substanţelor chimice. 3. Metabolismul etanolului este mediat pe trei căi, două dintre ele fiind catalizate de enzime citozolice (alcool dehidrogenaza şi catalaza) şi una prin enzime microzomale. Aceste enzime însă pot fi implicate şi în metabolismul altor substanţe chimice. În concluzie, efectele combinate ale consumului de alcool etilic şi expunerea la noxe chimice în mediul de munca, reprezintă o problemă de o importanţă deosebită pentru factorii de decizie din unitaţile economice.

Fumatul poate influenţa metabolizarea unor substanţe exogene (de exemplu carboxihemoglobina ce se formează prin combinarea oxidului de carbon cu hemoglobina este mult influenţată de CO din fumul de ţigară) eliminarea de tioeteri urinari este de asemenea crescută în cazul persoanelor fumatoare. Alţi factori exogeni ce pot influenţa (modifica) metabolismul xenobioticelor sunt dieta şi medicamentaţia.

III.8 Aspecte analitice şi etice În orice program de monitorizare, aspectul analitic este destul de important. Parametrul selectiv pentru a fi determinat trebuie să fie suficient de stabil pentru a permite transportul şi posibilitatea stocării materialului biologic utilizat.

36


În final, trebuie luat în consideraţie faptul că în monitorizarea biologică, oameni sunt folosiţi ca un integrator de expunere. Aspectele etice trebuie să primească o mare atenţie. În particular, procedeul de investigare trebuie să fie fără riscuri pentru sănătate. O informare corectă trebuie făcută subiecţilor înainte şi după monitorizare şi rezultatele individuale trebuie să ramână confidenţiale.

IV.METODE ANALITICE DE DETERMINARE A UNOR AGENŢI

CHIMICI ÎN AERUL ZONELOR DE MUNCĂ

IV.1. Determinarea metanolului prin GC 1. Domeniul de aplicare: Această metodă se utilizează pentru determinarea vaporilor de metanol prezenţi în atmosfera locurilor de muncă. Metoda se aplica atât în cazul prelevării individuale a probelor de aer cât şi în cazul determinărilor la punct fix. 2. Referinţe normative: La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în : o NIOSH Manual ofAnalytical Methods, Fourth Edition, 8/15/94. o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR EN 1540: 2012 – Atmosfera locului de muncă – Terminologie. 3. Principiu: Metanolul se determină prin gazcromatografie. Reactivi şi materiale o Apă distilată o Metanol o Azot purificat o Hidrogen purificat o Aer fitrat o Fiole de sticla 2 mL, o Seringi 10 µL capabile să citească la 0,1 µL o Sticlarie volumetrica 10 mL.

37


4. Aparatura o Echipament de prelevare Pompă personală de aspirare, 0,02 la 0,2 L/min, cu un tub flexibil de conectare. Tub absorbant pentru recoltarea probelor, tub de sticla, 7 cm lungime, 4 mm diametrul interior conţinând 2 secţiuni de 20/40 mesh gel siliciu separate de o porţiune de 2 mm de spumă uretanică ( în faţă 100 mg, spate 50 mg). Un dop de vată de sticla sigilat precede partea din faţa a secţiunii şi un dop de 4 mm spumă uretanică urmează în spatele secţiunii. (Nota: la umiditate relativa ridicată sau o concentraţie ridicată de metanol se utilizează un tub mai larg: 15 cm lungime, 8 mm diametrul interior, cu trei secţiuni de silicagel (700 mg, 150 mg). o Aparatura analitică Gaz cromatograf echipat cu detector cu ionizare în flacara (FID), integrator şi coloana de sticlă, 2m x 2 mm ID 60/80 mesh Tenax 6C sau echivalent.Gaz purtator poate fi azot sau heliu 30 mL/min. 5. Prelevare o Mod de prelevare Se calibrează fiecare pompă personală cu un dispozitiv de prelevare (tub de sticla) în linie. Se rup capetele tubului de absorbţie imediat înaintea utilizării. Se ataşează tubul de absorbţie la pompa personală cu un tub flexibil. Se recoltează cu un debir cuprins între 0,02 si 0,2 L/min, volumul minim recoltat fiind de 1 L iar cel maxim de 5L. Se pune capac cu dop de plastic (nu cauciuc) şi se împachetează în siguranţa pentru transport. 6. Mod de lucru o Prepararea probei Se plasează cele doua secţiuni ale substanţei absorbante din tubul de absorbţie din faţă şi din spate în fiole separate. Se aruncă vata de sticlă şi dopul de spumă. Se adauga 1 mL apa distilată în fiecare fiola. Se acoperă fiecare recipient. Este permis să stea 4h cu agitare ocazională. o Calibrare şi controlul calităţii Se calibrează zilnic cu cel puţin 6 standarde de lucru la o rată de 0,01 la 6 mg metanol/proba. Se adaugă cantităţi cunoscute de metanol în apa distilată în recipiente volumertice de 10 mL şi se diluează până la semn. Se analizează împreună cu probele şi blancuri. Se fac 2 până la 10 blancuri per set. Se pregăteşte graficul de calibrare. Se determină

38


eficienţa desorbţiei (DE) cel puţin odată pentru fiecare lot de silicagel utilizat pentru recoltare în etapa de calibrare. Se prepară trei tuburi la fiecare din cele 5 nivele plus 3 medii ale blancului. Se mută şi se descarcă secţiunea din spate a dispozitivului de luare a probelor pentru media blancurilor. Se mută şi se descarcă secţiunea din spate a dispozitivului de luare a probelor pentru media blancurilor. Se injectează cantităţi cunoscute de metanol direct în secţiunea din faţă a absorbantului cu o seringă microlitică. Se pune capac la tuburi. Se permite să stea peste noapte. Se desorb şi se analizează împreună cu standardele de lucru. Se pregăteşte un grafic al DE în funcţie de metanolul recuperat. Se analizează 3 probe pentru controlul fondului şi trei cu analit pentru a fi siguri că graficul calibrării şi graficul DE sunt în parametrii. o Măsurare Se setează gazcromatograful în acord cu recomandările producătorului. Se injectează un alicot al probei manual sau automat. (Nota: daca aria pic-ului este deasupra domeniului liniar al standardului de lucru, se diluează cu apa distilată, se reanalizează şi se foloseşte un factor de diluţie potrivit pentru calcul.) Se masoară aria pic-ului. o Mod de calcul Se determină masa, mg (corectata pentru DE) a metanolului în faţa probei (Wf) şi în spatele (Wb) secţiunii absorbantului şi media blancurilor (Bf) din faţa şi spatele (Bb) secţiunii absorbantului. (Nota: dacă Wb › Wf/10 indică un punct de ruptură şi sunt posibile pierderi de probă.) 7. Exprimarea rezultatelor o Calcul Se calculează concentraţia, C, a metanolului în volumul de aer recoltat , V (L): C=[(Wf + Wb - Bf - Bb) x 103] / V , mg/m3 o Performante Precizia metodei este de 0,032 o Selectivitate Nu au fost identificate interferenţe. Uneori pot fi necesare identificări prin spectrometrie de masă. o Intervalul de lucru: este de 25 până la 900 mg/m3 (19 la 690 ppm) pentru 5L aer / proba.

39


Pentru concentraţii mai mari de metanol sau pentru umiditate relativă ridicată este cerut un tub de silicagel mai larg 700 mg secţiunea frontală. 8. Raport de analiză Raportul de analiză trebuie să conţină următoarele indicaţii: - numele şi adresa unităţii unde s-au efectuat determinările; - scopul efectuării determinărilor; - locul de muncă ( descriere, condiţii); - tipul de prelevare (individuală sau la punct fix); - metoda de analiză utilizată; - tipul de pompă utilizată pentru prelevare; - caracteristicile metodei de prelevare ( debit, volum şi timp); - momentul prelevării probelor ( pe durata unui schimb de lucru); - rezultatele determinărilor efectuate ( mg analit/m3 aer); - numele analistului; - data recoltării probelor; - data prelucrării probelor. 9. Bibliografie - Documentation of the NIOSH Validation Test, U.S. Department of Health, Education, and Wefare, publ. (NIOSH) 77-185 (1977). - NIOSH Manual of Analytical Methods, V.2, S59, U.S. Department of Health, Education, and Welfare, Publ. (NIOSH) 77-157-B (1983).

IV.2. Determinarea aerosolilor alcalini 1. Domeniul de aplicare: Această metodă este folosită la determinarea aerosolilor alcalini din aerul zonelor de muncă. În această categorie se includ NaOH, KOH, NH4OH, CaO, Ca(OH )2 , Na2CO3, K2CO3.Aerosolii alcalini existenţi în aer sunt exprimaţi în NaOH. 2. Referinţe normative

La elaborarea acestei metode s-a ţinut cont de prevederile cuprinse în: o SRISO 5725-1-1997, Exactitatea (justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurărilor.

40


o Culegere de metode de investigare în domeniul Medicinii Muncii, 1991. o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR EN 1540: 2012 – Atmosfera locului de muncă – Terminologie. o 3. Principiul metodei: Soluţia de acid sulfuric reacţionează cu aerosolii din aer modificând pH-ul. Observarea schimbării pH-ului se face cu verde de bromcrezol cu domeniul de viraj la pH=3,8-5,2. La reacţia cu aerosolii alcalini, soluţia de acid sulfuric ce conţine verde de brom crezol, îşi schimbă culoarea de la verde la albastru. Prin măsurarea fotometrică a extincţiei soluţiei înainte şi după recoltare se poate determina cantitatea de aerosoli din aer. 4. Reactivi şi materiale: o Verde de bromcrezol, soluţie 0,1% în alcool etilic 98%. o Acid sulfuric 0,1 N. o Soluţie absorbantă.Într-un balon cotat de 1 litru se introduce apă distilată lipsită de CO2 proaspat fiarta si racita, apoi 12 ml verde de bromcrezol.Se aduce la semn, apoi se adauga acid sulfuric cu picătura până ce soluţia devine galben-verde (pH=4). Absorbţia optică a acestei soluţii la lungimea de undă λ=617 nm trebuie sa fie cuprinsă între 0,13-0,15. o Soluţie etalon: Hidroxid de sodiu N/200 proaspăt preparată apă distilată fiartă şi răcită. o Sticlărie de laborator ( eprubete, baloane cotate, pipete gradate, pipete automate reglabile) şi hârtie indicatoare de pH. 5. Aparatura o Echipament de prelevare Pompa de recoltare a probelor din aer (debit de recoltare = 1-5 L/min.Absorbitoare din sticla (pentru recoltarea vaporilor de aerosoli alcalini se folosesc 10 ml.soluţie absorbantă ) destinate recoltării aerosolilor alcalini se spală înainte de întrebuinţare cu soluţie absorbantă până când aceasta nu-şi mai modifică culoarea (în mod asemănător se procedează şi cu dopurile de cauciuc cu care se etanşeizează

41


absorbitoarele).Cordoane flexibile pentru conectarea absorbitorului la pompa de recoltare (se folosesc doar cordoane din p.v.c.) o Aparatura analitica - Balanţa analitică - Spectrofotometru UV/VIS - Cuvete de sticlă 6. Prelevare Pompa de recoltare se calibrează înaintea efectuării unui set de determinări.Aerul de cercetat se aspiră prin absorbitor, care conţine 10 ml. soluţie absorbantă.Debitul de recoltare : 1L/min. Volumul minim de aer se apreciază în timpul recoltării după modificarea culorii din verde în albastru.Volumul maxim de aer este de 20 L.După recoltare, soluţia absorbantă se transvazează în eprubeta cu dop spălându-se conţinutul absorbitorului cu încă 1 ml. soluţie absorbantă. Eprubetele bine închise se vor transporta la laborator pentru analiză. o Pregătirea echipamentului de prelevare Se montează absorbitorul la pompa de recoltare, prin intermediul cordonului flexibil.Se fixează debitul şi se porneşte pompa; se verifică dacă are loc barbotarea soluţiei absorbante în absorbitor. Se lasă pompa să funcţioneze 1-3 min., până la stabilizarea debitului. Se schimbă absorbitorul şi se efectuează recoltarea propriu-zisă a probelor. o Prelevarea propriu-zisa În cazul prelevării individuale, se va ataşa dispozitivul de prelevare la nivelul respirabil al muncitorului.În cazul prelevării la punct fix, se poziţionează absorbitorul la locul de muncă unde trebuie efectuată determinarea. Se porneşte pompa şi se notează timpul de prelevare. o Transport Se recomandă ca eprubetele cu probe să fie transportate în poziţie verticală, etichetate şi ferite de temperaturi extreme.Probele se vor lucra în aceeaşi zi. 7. Modul de lucru Se măsoară extincţia la 617 nm în cuva de 1 cm. în compensaţie cu soluţia absorbantă.Se aspiră din încăperea în care se citesc extincţiile, aceeaşi cantitate de aer, aceasta constituind proba martor.Valoarea

42


extincţiei probei se raportează la curba etalon pentru a obţine cantitatea “ C “ în µg NaOH. Curba de etalonare se face între 4-16 μg prin puncte din 4 în 4 µg. În 5 cilindrii gradaţi cu dop rodat de 25 ml. sau în eprubete gradate cu dop rodat, care se clătesc cu soluţie absorbantă înainte de folosire se introduc următoarele cantitaţi 0,02; 0,04; 0,06; 0,08 ml.soluţie etalon. Se completează la 10 ml. cu soluţie absorbantă şi se citeşte absorbţia la 617 nm în cuva de 1cm, în compensaţie cu soluţia absorbantă. 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul Rezultatele se exprimă în mg NaOH/m3 aer şi se calculează după formula:

C=cantitatea de NaOH în μg din probă V=volumul de aer recoltat (litri ) o Limita de detecţie şi intervalul de lucru Limita de detecţie analitică este de 0,99µg/probă. Intervalul de lucru : 0-20 μg 9. Raport de analiză Raportul de analiză trebuie să conţină următoarele: - numele şi adresa unităţii unde s-au efectuat determinările; - scopul efectuării determinărilor; - locul de muncă (descriere, condiţii ); - tipul de prelevare (individuală, la punct fix ); - metoda de analiză utilizată; - tipul de pompă utilizată pentru prelevare; - caracteristicile metodei de prelevare (debit, volum, timp ); - momentul prelevării probelor (pe durata unui schimb de lucru ) - rezultatele determinărilor efectuate (mg NaOH/ m3 aer) ; - numele analistului; - data recoltării probelor; - data prelucrării probelor.

Verificată în Laboratorul Toxicologie şi Medicina Muncii – CRSP BUCUREŞTI

mg NaOH/m3 aer = C/V

43


IV.3. Determinarea acidului clorhidric 1. Domeniul de aplicare Acidul clorhidric se poate întâlni în aer sub formă de gaz sau aerosoli.Această metodă se utilizează la determinarea acidului clorhidric şi a clorurilor din aerul zonelor de muncă. 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în: o SRISO 5725-1-1997, Exactitatea ( justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurărilor; o Caiet metodologic – Metode de investigare în domeniul Medicinii Muncii, 1987. o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR EN 1540: 2012 – Atmosfera locului de muncă – Terminologie. 3. Principiul metodei: Ionul clor (Cl-) deplasează ionul SCN- din sulfocianura de mercur formând complexul slab disociat ( HgCl )2-. Sulfocianul eliberat reacţionează cu fierul trivalent formând sulfocianura ferică de culoare roşie, colorimetrabilă. Reacţia este interferată de fluoruri şi fosfaţi. În cazul prezenţei acestora în aer, înaintea absorbitorului se montează un filtru pentru reţinere. 4. Reactivi şi materiale o Hidroxid de sodiu soluţie 0,01N; o Sulfocianura mercurică, soluţie 0,3% în alcool metilic; o Alaun feriamoniacal - NH4Fe(SO4 )2 12 H2O - soluţie 6% în acid azotic 5N. o Soluţie etalon. Se dizolvă într-un balon cotat de 50 ml. 0,2046 g KCl sau 0,1603 g NaCl în apă distilată. 1ml din aceasta corespunde la 2 mg. HCl. Pentru lucru se iau 2,5 ml. din această soluţie şi se diluează la 100 ml. cu apă distilată (1ml. solutie = 50 μg HCl ). o Sticlărie de laborator ( eprubete, baloane cotate, pahare Berzelius, pipete gradate, sticle ceas, pahare Erlenmeyer, pipete automate ).

44


5. Aparatura o Echipament de prelevare - Pompa de recoltare aprobelor de aer cu debit de recoltare de la 1-5L/min. - Absorbitoare din sticlă - Cordoane flexibile pentru conectarea absorbitorului la pompa de recoltare o Aparatura analitică - Balanţa analitică - Spectrofotometru UV/VIS - Cuvete din sticlă 6. Prelevare o Mod de prelevare Pompa de recoltare se calibrează înaintea efectuării unui set de determinări.Se aspiră aerul de analizat cu un debit de 1L/min. printr-un absorbitor ce conţine 10 ml. soluţie absorbantă, volumul minim de aer necesar este de 1 litru. După recoltare, soluţia absorbantă se transvazează în eprubeta cu dop. Eprubetele bine închise se vor transporta la laborator pentru analiză. o Pregatirea echipamentului de prelevare Se montează absorbitorul la pompa de recoltare, prin intermediul cordonului flexibil.Se fixează debitul şi se porneşte pompa; se verifică dacă are loc barbotarea soluţiei absorbante în absorbitor. Se lasă pompa să funcţioneze 1-3 minute, până la stabilizarea debitului. Se schimbă absorbitorul şi se efectuează recoltarea propriu-zisă a probelor. o Prelevarea propriu-zisa În cazul prelevării individuale, se va ataşa dispozitivul de prelevare la nivelul respirabil al muncitorului.În cazul prelevării la punct fix, se poziţionează absorbitorul la locul de muncă unde trebuie efectuată determinarea. Se porneşte pompa şi se notează timpul de prelevare, pentru fiecare probă. Se verifică periodic stabilitatea debitului.Pe lângă absorbitorul destinat recoltării de probe se vor prevedea încă două absorbitoare cu soluţie absorbantă care se vor transporta în teren, fără a se aspira aer prin ele şi care vor constitui martorul de referinţă. o Transport

45


Se recomandă ca eprubetele cu probe să fie transportate în poziţie verticală, etichetate şi ferite de temperaturi extreme.Probele se vor lucra în aceeaşi zi. 7. Modul de lucru Conţinutul absorbitorului se transvazează cantitativ intr-o eprubetă gradată de 20 ml. şi se aduce la semn la 10 ml. cu soluţie absorbantă. Se adaugă 2,5 ml. soluţie de sulfocianură mercurică, 2,5 ml soluţie alaun feriamoniacal, agitând eprubeta după adăugarea fiecărui reactiv.Se determină absorbţia soluţiei dupa 10min. la lungimea de undă λ=470nm. şi o grosime de strat de 1 cm. prin comparare cu un martor.Calculul concentraţiei de HCl se face utilizând curba de etalonare. Curba de etalonare se întocmeşte între 0-50 μg. Luând în lucru următoarele cantităţi din soluţia etalon de lucru 0,2 ; 0,4 ; 0,6 ; 0,8 ; 1ml. Se completează volumul la 10 ml. cu NaOH soluţie 0,01N , după care se procedează conform tehnicii indicate mai sus. 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul Concentraţia de HCl în aer, C(mgHCl/m3aer) se calculează astfel:

mgHCl/m3= C/V

unde, C= cantitatea de HCl din proba exprimată în µg V= volumul de aer recoltat exprimat în litri o Sensibilitatea metodei este de 1μg/ml. o Selectivitate o Reacţia este interferata de fluoruri şi fosfati. o Limita de detecţie şi intervalul de lucru Limita de detecţie : 2.67µg/proba Intervalul de lucru: 0-100 µg HCl 9. Raport de analiză Raportul de analiză trebuie să conţină următoarele: - numele şi adresa unităţii unde s-au efectuat determinările; - scopul efectuării determinărilor; - locul de muncă (descriere, condiţii );

46


- tipul de prelevare (individuală, la punct fix ); - metoda de analiză utilizată; - tipul de pompă utilizată pentru prelevare; - caracteristicile metodei de prelevare (debit, volum, timp ); - momentul prelevării probelor (pe durata unui schimb de lucru ); - rezultatele determinărilor efectuate (mg NaOH/ m3 aer ; - numele analistului; - data recoltării probelor; - data prelucrării probelor


IV.4. Determinarea acidului sulfuric şi a sulfaţilor solubili 1. Domeniul de aplicare Această metodă se referă la determinarea acidului sulfuric şi a sulfaţilor solubili din aerul zonelor de muncă.Acidul sulfuric şi sulfaţii solubili se pot întâlni în aer sub formă de aerosoli. 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în: o SRISO 5725-1-1997, Exactitatea ( justeţea şi fidelitatea ) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurărilor; o Caiet metodologic- Metode de investigare în domeniul Medicinii Muncii, 1987. o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR EN 1540: 2012 – Atmosfera locului de muncă – Terminologie. 3. Principiul metodei Ionul sulfat formează cu azotatul de plumb un precipitat fin de PbSO4 nefelometrabil. 4. Reactivi şi materiale o Hidroxid de sodiu, soluţie 0,01N sau apă distilată

47


o Acid azotic soluţie 1N o Alcool etilic 96% o Soluţie etalon stoc : se cântăresc la balanţa analitică 1,4800 g sulfat de sodium anhidru (sau 1,815 g sulfat de potasiu anhidru ) şi se dizolvă în apă completând cu apă distilată până la 1000ml. 1 ml. soluţie conţine 1mg. ioni sulfat şi corespunde la 1,021 mg. acid sulfuric. Soluţia etalon de lucru : 10ml. din soluţia etalon stoc se diluează la 100ml. cu apă distilată. 1ml. din această soluţie conţine 100µg ioni sulfat şi corespunde la 102,1μg acid sulfuric. o Azotat de plumb, soluţie 10%. o Sticlărie de laborator ( eprubete, baloane cotate, pahare Berzelius, pipete gradate, sticle ceas, pahare Erlenmeyer, pipete automate ). 5. Aparatura o Echipament de prelevare - Pompa de recoltare a probelor de aer ( D=1-5L/min.); - Absorbitoare din sticla ( pentru recoltarea aerosolilor de H2SO4 se folosesc 10 ml. soluţie NaOH 0,01N - Cordoane flexibile pentru conectarea absorbitorului la pompa de recoltare. o Aparatura analitică - Balanţa analitică - Spectrofotometru UV/VIS - Cuvete de sticlă 6. Prelevare o Mod de prelevare Pompa de recoltare se calibrează înaintea efectuării unui set de determinări. Probele de aer se vor preleva cu un debit de 2L/min. printr-un absorbitor ce conţine 10 ml. soluţie NaOH 0,01N . Volumul de aer necesar recoltării pentru o probă este de minim 40 litri.După recoltare, soluţia absorbantă se transvazează în eprubeta cu dop, spălându-se conţinutul absorbitorilui cu înca 1ml. soluţie absorbantă.Eprubetele bine închise se vor transporta la laborator pentru analiză. o Pregătirea echipamentului de prelevare Se montează absorbitorul la pompa de recoltare, prin intermediul cordonului flexibil.Se fixează debitul şi se porneşte pompa; se verifică

48


dacă are loc barbotarea soluţiei absorbante în absorbitor. Se lasă pompa să funcţioneze 1-3 minute, până la stabilizarea debitului. Se schimbă absorbitorul şi se efectuează recoltarea propriu-zisă a probelor. o Prelevarea propriu-zisă În cazul prelevării individuale, se va ataşa dispozitivul de prelevare la nivelul respirabil al muncitorului.În cazul prelevării la punct fix, se poziţionează absorbitorul la locul de muncă unde trebuie efectuată determinarea. Se porneşte pompa şi se notează timpul de prelevare, pentru fiecare probă. Se verifică periodic stabilitatea debitului. Pe lângă absorbitoarele destinate recoltării de probe se vor prevedea încă două absorbitoare cu NaOH care se vor transporta în teren fără a se aspira aer prin ele şi care vor constitui martorul de referinţă. o Transport Se recomandă ca eprubetele cu probe să fie transportate în poziţie verticală, etichetate şi ferite de temperaturi extreme.Probele se vor lucra în aceeaşi zi. 7. Modul de lucru Din absorbitor se iau 5 ml. soluţie (1/2 din proba ) într-o eprubetă. Se adaugă apoi cate 0,1 ml. HNO3 1N , câte 0,1ml. azotat de plumb 10% şi după ce se agită bine conţinutul eprubetei, câte 1ml.alcool etilic 96% . Eprubetele se agită din nou.În mod asemănător se vor prelucra şi probele martor. După 10min. probele pot fi citite la lungimea de unda λ=420nm, în cuva de 1cm., sau se compară turbiditatea probelor cu scara de standarde pe un fond negru. Atentie: înainte de citire fiecare probă se va amesteca prin răsturnare de 3 ori. Curba de standarde se face între 20-100µg.H2SO4 prin puncte din 20 în 20µg , în condiţiile descrise mai sus.Se obţine astfel cantitatea “C” în μg SO4

2- în proba dozată. 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul Exprimarea rezultatelor se face în mg/m3 aer.

49


mg SO42- /m3 aer=C/V

unde, V= volumul de aer recoltat în litri C= cantitatea de SO4

2- din proba, exprimata în µg. Deoarece pentru dozare s-a luat un alicot de 1/2 din probă, rezultatul se va înmulţi cu 2.Pentru exprimare în mg H2SO4 se înmulţeşte rezultatul cu 1,021, unde: 1,021= factorul de transformare al SO4

2- în H2SO4. o Selectivitate Metoda este specifică ionului sulfat (SO4

2- ).Sensibilitatea metodei este de 1μg/ml. o Intervalul de lucru Intervalul de lucru: 20-200 µg H2SO4 /proba. 9. Raport de analiză Raportul de analiză trebuie să conţină următoarele: - numele şi adresa unităţii unde s-au efectuat determinările; - scopul efectuării determinărilor; - locul de muncă (descriere, condiţii ); - tipul de prelevare (individuală, la punct fix ); - metoda de analiză utilizată; - tipul de pompă utilizată pentru prelevare; - caracteristicile metodei de prelevare (debit, volum, timp ); - momentul prelevării probelor (pe durata unui schimb de lucru ); - rezultatele determinărilor efectuate (mg NaOH/ m3 aer) ; - numele analistului; - data recoltării probelor; - data prelucrării probelor.


50


IV.5. Determinarea hidrocarburilor alifatice – N hexan

1. Domeniul de aplicare. Metoda se utilizează pentru determinarea vaporilor de n-hexan prezenţi în atmosfera zonelor de muncă. 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în: o NIOSH – Manualul de metode analitice o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR EN 1540: 2012 – Atmosfera locului de muncă – Terminologie. 3. Principiu N-hexan reţinut pe carbune activ este desorbit în sulfura de carbon după care este determinat cromatografic. 4. Reactivi. o eluent: sulfura de carbon de calitate cromatografică (sulfura de carbon este toxică şi foarte inflamabilă, de aceea probele şi standardele se prepară în locuri bine ventilate) o reactiv grad analitic o azot sau heliu, purificat o hidrogen, prepurificat o aer filtrat 5. Aparatura analitică şi echipament de prelevare o gaz cromatograf cu detector de ionizare în flacară o tuburi de recoltare cu carbune activ (două legate în serie) o pompa de recoltare personală cu debit între 0,01 şi 0,2 l/min o sticlărie de laborator 6. Mod de lucru o Prelevarea propriu-zisă - Calibrarea fiecărei pompe personale de recoltare - Spargerea capetelor tubului de recoltare chiar înainte de recoltare; ataşarea tubului respectiv la pompa personala de recoltare cu un tub flexibil - Recoltarea probelor cu un debit de la 0,01 la 0,2 l/min

51


- Îchiderea tuburilor şi ambalarea lor asigurându-se siguranţa transportului o Pregatirea probelor - Se plasează secţiunile de absorbţie din primul şi cel de-al 2-lea tub de recoltare flacoane separate - Se adaugă 1,0 ml eluent în fiecare flacon - Se lasă minim 30 min. agitând ocazional o Calibrarea şi controlul calităţii - Se calibrează zilnic minim 6 standarde de lucru a. se adaugă cantităţi cunoscute de reactiv în eluent în baloane de 10 ml şi se diluează la semn b. se analizează probele şi blancurile (paşii 6.10, 6.11, 6.12) c. se realizează graficul de calibrare (aria peak-ului reactivului vs. mg reactiv/ probă) - Se determină eficienţa desorbţiei ( DE ) cel puţin odată pentru fiecare cărbune utilizat la recoltare ( 6.8 ). Se prepară 3 tuburi la fiecare din cele cinci nivele şi 3 blancuri medii a. se îndepărtează secţiunea de absorbţie din al 2-lea tub b. se injectează o cantitate cunoscută de reactiv direct în secţiunea de absorbţie din primul tub c. se închide tubul. Se lasă să stea peste noapte. d. desorbţie ( 6.5 si 6.7 ) şi analizare împreună cu standardele de lucru ( 6.10, 6.11 şi 6.12) o Citire la gaz cromatograf Timp de retenţie aproximativ: - 5,1 min. la temperatura coloanei de 40 0C - 2,2 min. la temperatura coloanei de 70 0C - 3,5 la temperatura programata a coloanei - Injectarea manuala a alicotului probă - Măsurarea ariei peak 7. Exprimarea rezultatelor Determinarea masei, în mg (corectată pentru DE), a substanţei din secţiunile de absorbţie din primul tub (Wf) şi al 2-lea tub (Wb) şi media blancurilor secţiunilor de absorbţie din primul tub (Bf ) şi al doilea tub (Bb) o Calcularea concentraţiei C:

52


C=(Wf + Wb – Bf – Bb) x 10³ / V, mg/m³

unde, V este volumul de aer recoltat (l) 8. Performanţa metodei Interval de măsurare : 3 - 16 mg cu o precizie de 0,014 9. Bibliografie

NIOSH, Manual of Analytical Methods, 4. Ed. , V.3., S 311 ,S343, S 378, S 379, U.S. Dept. of Health , Education and Welfare, Publ. (NIOSH) 77-157-C (1994)

Code of Federal Regulations; Title 29 (Labor), Parts 1900 to 1910; U.s.Government Printing Office, Washington, (1989); 29 CFR 1910.1000

NIOSH Recommendation for Occupational Safety and Health, US Department of Health and Human Services, DHHS (NIOSH) Publication No. 92-100 (1982)

Threshold Limit Values for Chemical Substances and Physical Agents and Biological Exposure Indices. ACGIH, Cincinnati, OH (2001)

IV.6.Determinarea aeroemulsiilor de uleiuri minerale

1. Domeniul de aplicare Această metodă se utilizează pentru determinarea ceţei ( aeroemulsiilor) de ulei mineral prezentă în atmosfera zonelor de muncă. Metoda se aplică atât în cazul prelevării individuale a probei de aer cât şi în cazul determinărilor la punct fix. 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în : o STAS nr.2720/1988 – Uleiuri minerale neaditivate pentru tratamente termice; o STAS nr.11257/1979 - Uleiuri minerale hidraulice.

53


o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR EN 1540: 2012 – Atmosfera locului de muncă – Terminologie. 3. Principii Ceaţa de ulei recoltată pe filtru din fibra de sticla, tip Whatman GF/A urmată de desorbţie în cloroform sau prelevare în 3ml de cloroform, prezintă un maxim de absorbţie în UV la lungimea de undă de 265nm. 4. Reactivi şi materiale o Cloroform p.a. o Soluţie etalon stoc: se prepară o soluţie de ulei mineral (trebuie folosit exact uleiul cu care se lucrează la locul de muncă) cu o concentraţie de 1mg/ml, în cloroform. o Soluţie etalon de lucru: pentru lucru se diluează cu cloroform soluţia stoc de 10 ori, pentru a obţine un etalon cu o concentraţie de 100μg/ml. o Eprubete gradate (min 5,oo ml) 5. Aparatura o Echipament de prelevare: o Pompa de recoltare a probelor de aer (debit 2-4 litri/min); o Cordoane flexibile pentru conectarea portfiltrelor la pompa de recoltare. o Portfiltre speciale pentru recoltarea ceţurilor de ulei mineral,conţinând filtre din fibră de sticlă,care se schimbă la fiecare probă de aer recoltată. o Aparatura analitică: o Balanţa analitică; o Spectrofotometru UV(maxim absorbţie la 265nm). o Cuvete de sticlă 6. Prelevare o Mod de prelevare Pompa de recoltare se calibrează înaintea efectuării unui set de determinări. Se aspiră aerul de cercetat cu un debit de 2litri/min,printr-un filtru de fibră de sticlă.Volumul minim de aer necesar este de 20 litri. Când concentraţia de ulei mineral în aerul zonei de muncă analizate este mare, atunci se folosesc absorbitoarele, pentru reţinerea ceţei .Se aspiră

54


aerul de cercetat cu un debit de 0,2 litri/min, printr-un absorbitor ce conţine 3 ml cloroform.Volumul minim de aer necesar pentru o probă este de 2 litri. După recoltare, filtrele din fibra de sticlă, pe care s-a absorbit uleiul mineral,se introduc în cutiuţe de plastic, etanşe, unice pentru fiecare probă. o Pregătirea echipamentului de prelevare Se montează portfiltrul la pompa de recoltare, prin intermediul cordonului flexibil.Se fixează debitul şi se porneşte pompa; se verifică funcţionarea acesteia şi menţinerea constantă a debitului. Se lasă pompa să funcţioneze 1-3 minute, până la stabilizarea debitului. o Prelevarea propriu-zisă În cazul prelevării individuale,se va ataşa dispozitivul de prelevare la centura sau buzunarul persoanei monitorizate. În caul prelevării la punct fix, se poziţionează portfiltrul la locul de muncă unde se vor efectua determinările. Se porneşte pompa şi se notează timpul de prelevare, pentru fiecare probă.Se verifică periodic stabilitatea debitului. În paralel, pe durata recoltărilor, se menţin două probe martor, fără a fi conectate la pompa de recoltare. o Transport Probele se transportă etichetate. 7. Mod de lucru Se spală filtrul din fibra de sticla, cu cloroform, de 2-3 ori şi cantitatea de cloroform folosită se colectează într-o eprubetă gradată ,aducându-se la 5,oo ml cu cloroform. De asemenea, se transvazează conţinutul absorbitorului, într-o eprubetă gradată şi se aduce la 5,ooml, în cazul recoltării probelor de la locurile de muncă, unde există concentraţii mari de ulei mieral. Măsurarea extincţiei probei se face utilizând cloroformul ca blanc, la un spectrofotometru în UV, la lungimea de undă de 265 nm.În acelaşi mod se citesc şi probele martor. Calculul concentraţiei se face utilizând curba de etalonare. Curba de etalonare se face între 100-500μg ulei mineral, prin puncte din 100 în 100 μg.Atât în cazul soluţiilor standard de lucru, cât şi pentru blanc, se va ţine cont de volumul soluţiei absorbante,respectiv 5,ooml. Soluţiile standard de lucru şi blancul se prelucrează la fel ca şi probele.

55


8. Exprimarea rezultatelor o Calcul Valorile extincţiilor obţinute, pentru probe se raportează la curba de etalonare, spre a obţine cantitatea”C”, în μg ulei mineral, din proba dozată. Concentraţia de ulei mineral din proba dozată, se calculează,utilizând formula:

C= c / V

unde, c = μg ulei mineral din proba dozată; V= volumul de aer recoltat,în litri. Exprimarea rezultatelor se face în mg/mc aer. o Performanţe Sensibilitatea metodei este de 20μg/ml. 9. Raport de analiză Raportul de analiză trebuie să conţină următoarelele indicaţii: - numele şi adresa unde s-au efectuat determinările; - scopul efectuării determinărilor; - locul de muncă (descriere,condiţii); - tipul de prelevare (individuală sau la punct fix); - caracteristicile metodei de prelevare (debit,volum,timp); - rezultatele determinărilor efectuate (mg/mc aer). - numele analistului; - data recoltării probelor; - data problelor. 10. Bibliografie

1.Detection precoce de l’action aigue et on chronique des nephrotoxiques industriele.Cahiers de medicine du Travail,vol.25,143-153.(1988).

2.Guidelines for the Control of Exposure to Metalworking Fluids,Publication Nr.78-165,NIOSH(1976).

Adaptată şi verificată în Laboratorul Toxicologie şi Medicina Muncii – CRSP BUCUREŞTI

56


IV.7. Determinarea unor metale 1. Domeniul de aplicare Prezenta procedură se aplică pentru efectuarea determinării conţinutului total de metale a particulelor în suspensie – fracţia inhalabilă, din atmosfera locului de muncă, prin spectrometrie de absorbţie atomică (cu atomizare în flacără sau în cuptor de grafit). Prelevarea se face prin aspirarea unui volum cunoscut de aer printr-un substrat adecvat, de ex. un filtru. Metoda nu se aplică pentru metale prezente ca gaze şi vapori (de ex. mercur, arsen). Este aplicabil procedurilor de măsurare în care prelevarea şi analiza sunt realizate în etape separate. Procedura se aplică pentru probe prelevate din zona de respiraţie a lucrătorului cu pompe de prelevare mobile, fixate de lucrător, pentru măsurători periodice, pentru compararea cu valorile limită pe termen lung şi scurt. Prezenta procedură descrie metoda de determinare pentru Cd, Cr, Fe, Mn, Ni şi Pb. Metoda poate fi validată în mod asemănător şi pentru alte metale, ţinând cont de datele specifice necesare pentru determinări cu spectrometrie de absorbţie atomică. 2. Referinţe normative o SR EN ISO/CEI 17025: 2005 – Cerinţe generale pentru competenţa laboratoarelor de încercări şi etalonări o SR EN 481: 2003 – Atmosfera locului de muncă. Definiţiile fracţiilor dimensionale pentru măsurarea particulelor în suspensie din aer o SR EN 482: 2012 – Atmosfera locului de muncă – Cerinţe generale pentru performanţa procedurilor de măsurare a agenţilor chimici o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR EN 1540: 2012 – Atmosfera locului de muncă – Terminologie. o SR EN 13890: 2010 – Expunerea la locul de muncă. Proceduri de măsurare a metalelor şi metaloizilor din particule în suspensie. Cerinţe şi metode de încercare o SR EN ISO 10882-1: 2012 – Sănătate şi securitate în sudare şi procese conexe; Prelevarea particulelor din aer şi a gazelor din zona respiratorie a operatorului; Partea 1: Prelevarea particulelor din aer o HG 1218/2006 privind stabilirea cerinţelor minime de securitate şi sănătate în muncă pentru asigurarea protecţiei lucrătorilor împotriva

57


riscurilor legate de prezenţa agenţilor chimici cu modificările şi completările ulterioare 3. Termeni şi definiţii Pentru termenii şi definiţiile utilizate în această procedură se aplică cele date în SR EN 482:2012 şi respectiv SR EN 1540: 2012. 4. Principiul metodei Un volum cunoscut de aer este aspirat cu debit controlat intr-o anumită perioadă de timp. Particulele în suspensie sunt reţinute pe un filtru. Filtrul cu particulele depuse pe aceasta se mineralizează cu acizi concentraţi. Soluţia rezultată se analizează prin spectrometrie de absorbţie atomică cu atomizare în cuptor de grafit sau în flacără. 5. Reactivi si materiale Reactivi: o Apă deionizată conform cu SR ISO 3696:1995/A99:2002 o HNO3 69,5% pentru analize de spectrometrie de absorbţie atomică o HCl 37% pentru analize de spectrometrie de absorbţie atomică o Soluţii etalon pentru metalele de interes cu un conţinut de metal de 1000 mg/L o Soluţie MRC pentru controlul de calitate ce conţine metalele de interes în concentraţii certificate. o Acetilenă dizolvată în acetonă de puritate 2.6 o Argon de puritate 4.8 Materiale de laborator o Pipete digitale de 10 mL o Pipete gradate din sticlă borosilicat clasa A de 1 mL, gradaţia de 0,01 mL o Pipete gradate din sticlă borosilicat clasa A de 2 mL, gradaţia de 0,02 mL o Pipete gradate din sticlă borosilicat clasa A de 5 mL, gradaţia de 0,05 mL o Baloane cotate din plastic (PP, PMP, PFA sau PTFE) de 25, 50, 100 şi 1000 mL, clasa A o Cilindru gradat de 500 mL o Eprubete gradate cu dop (şlif NS 19/26), de 25 mL, gradaţia de 0,2 mL

58


o Tuburi refrigerente de lungime de aprox.40 cm cu şlif NS 19/26 pentru eprubetele gradate descrise la punctul 5. o Seringi de unică folosinţă de 10 mL. o Filtre din nylon pentru seringi de unică folosinţă de prozitate 0,45 microni şi diametru 13 mm precum şi echipament de laborator de uz general. Toate vasele de laborator utilizate, după spălarea obişnuită, trebuie imersate in acid azotic 10% cel puţin pentru 6 ore, după care se clătesc temeinic cu apă deionizată. Această operaţie trebuie efectuată inclusiv pentru materialele de unică folosinţă (vârfuri de pipete, cuve pentru autosampler)! 6. Aparatura Echipament de prelevare o Pompă de prelevare cu debit reglabil între 500-5000 mL, conformă cu cerinţele specificate în SR EN 1232:2002 o tuburi de legătură flexibile (de ex. Tygon) de diametru corespunzător pentru a asigura legarea etanşă a prelevatorului la pompă, de lungime de aproximativ 80 cm. o prelevator pentru pulberi inhalabile (de ex. prelevator conic, IOM, casetă cu faţă închisă)

o casete de filtru corespunzătoare prelevatorului de ex. 37 mm pentru prelevatorul conic şi 25 mm pentru prelevatorul IOM); o filtre de membrană din esteri celulozoici de porozitate 0,8 mm, şi

diametru corespunzător casetei (de ex. 37 mm sau 25 mm). o calibrator de debit portabil (de ex. rotametru, calibrator cu piston uscat). o Termometru, cu domeniul 0-50 °C, cu diviziuni de 1 °C sau mai mic. o Barometru o adaptor pentru legarea orificiului de intrare a prelevatorului la calibratorul de debit. o centură pentru fixarea echipamentului de prelevare pe lucrător Aparatura analitica o Bloc de încălzire termostatată din aluminiu cu locaşuri de dimensiuni corespunzătoare dimensiunii eprubetelor gradate de la punctul o

paragraful , cu temperatură reglabilă la 125°C5°C

59


o În loc de bloc de încălzire, se poate utiliza baie de nisip cu termostat,

reglabil la 125°C5°C o Baie ultrasonică o Spectrometru de absorbţie atomică echipat corespunzător: atomizor cu flacăra sau cuptor de grafit, cu surse de radiaţii monocromatică specifică metalelor de interes (de exemplu lampa cu catod cavitar) şi sistem de corectarea fondului (de ex, cu lampă de deuteriu sau cu efect Zeeman), autosampler pentru tehnica de atomizare în cuptor, precum şi consumabile specifice aparatului (tuburi de grafit, fiole de autosampler). 7. Prelevare Strategia de prelevare se stabileşte în funcţie de scopul prelevării în conformitate cu cele prevăzute în SR EN 689: 2003. În general pentru verificarea conformităţii cu valorile limită obligatorii de expunere profesională pt. 8h, condiţiile de prelevare sunt următoarele: - Prelevare personală din zona de respiraţie a angajatului, cu pompa fixată de angajat - Durata prelevării: 2 h - Debit: corespunzător prelevării fracţiei inhalabile pentru prelevatorul utilizat (de ex. 3,5L/min pentru prelevatorul conic, 2L/min pentru prelevatorul IOM şi caseta cu faţă închisă) Pregătire echipament de prelevare Înainte de deplasarea pe teren: o se verifică ca bateriile pompei să fie încărcate, încât să fie capabile să funcţioneze corespunzător pe durata prelevării; o se reglează debitul dorit: se asamblează echipamentul de prelevare, în prelevator se introduce o casetă de filtru cu un filtru identic cu cel folosit pentru prelevarea propriu zisă (pe cât posibil din acelaşi lot). Cu ajutorul adaptorului orificiul de intrare al prelevatorului se leagă la orificiul de ieşire al calibratorului, şi se reglează debitul de prelevare corespunzător prelevatorului utilizat, in conformitate cu instrucţiunile de utilizare al pompei. Este preferabil, ca înainte de reglarea debitului pompa să funcţioneze aproximativ 20 de minute. La locul prelevării:

60


o se asamblează echipamentul de prelevare: prelevatorul în care în prealabil s-a montat caseta cu filtru se leagă cu ajutorul tubului flexibil de orificiul de aspirare al pompei; o înainte de prelevare se verifică debitul de prelevare reglat cu ajutorul calibratorului de debit în acelaşi mod cum s-a efectuat reglajul în laborator. La nevoie se mai ajustează reglajul. Se notează valoarea exactă a debitului; o se îndepărtează caseta de filtru cu filtrul folosit la reglarea debitului, şi se montează caseta de filtru cu filtrul utilizat pentru prelevare; o echipamentul de prelevare asamblat se fixează pe lucrător, având grijă ca prelevatorul să fie fixat în zona de respiraţie a lucrătorului. Prelevare propriu-zisa o Se porneşte pompa de prelevare, şi se notează ora de începere a prelevării. o În timpul prelevării se observă modul de lucru al lucrătorului şi se notează toate evenimentele relevante, care ar putea influenţa rezultatul, precum şi sursele de noxe. o La expirarea duratei de prelevare propus, se opreşte pompa, şi se notează ora terminării. o Se calculează durata prelevării în minute. o După terminarea prelevării, se repetă verificarea debitului, şi se notează valoarea citită. Pentru calcule se foloseşte valoarea medie a debitelor citite înainte şi după prelevare. Transport Transportul probelor prelevate se face cu grijă deosebită, pentru a se asigura ca materialul depus pe filtru să nu se scuture în timpul transportului. În acest scop transportul se efectuează în casete închise, cu faţa prelevată orientată în sus. 8. Mod de lucru o Pregătirea reactivilor Din reactivii menţionaţi la punctul se prepară următoarele soluţii. o Soluţia de digestie: 2:1 HNO3 65% : HCl 25% (270 mL acid azotic 69,5% + 100mL acid clorhidric 37% 80 mL apă DI) o Soluţia de diluţie pentru standarde 0,1% HNO3: 1 mL de HNO3 69,5% la un balon cotat de 1000 mL, adus la semn cu apă DI. o Modificatori: Pd 1,6 g/L+ acid ascorbic 1 % o Soluţii etalon:

61


Pentru tehnica flacără: Din soluţiile etalon cu concentraţia de 1000 mg/L se prepară următoarele soluţii stoc intermediare: Cr: c= 100 mg/L; 2,5 ml de soluţie etalon de 1000 mgCr/L într-un balon cotat de 25 mL adus la semn cu soluţia de diluţie 0,1% HNO3 Fe: c=350 mg/L; 17,5 ml de soluţie etalon de 1000 mgFe/L într-un balon cotat de 50 mL adus la semn cu soluţia de diluţie 0,1% HNO3 Pb: c= 50 mg/L: 2,5 ml de soluţie etalon de 1000 mgPb/L într-un balon cotat de 50 mL adus la semn cu soluţia de diluţie 0,1% HNO3

Aceste soluţii se pot păstra la temperatura de +4 C timp de 6 luni. Etaloane de lucru pentru flacără se prepară în baloane cotate de 25 respectiv 50 mL, se completează cu soluţie de diluţie 0,1% HNO3, şi se pot

păstra la temperatura +4 C timp de 7 zile.

Nr. std.

Cr (balon cotat 25 mL)

Fe (balon cotat 25 mL)

Pb (balon cotat 50 mL)

c (mg/L)

V stoc (ml)

c (mg/L)

V stoc (ml)

C (mg/L)

V stoc (ml)

1 0,8 0,2 7,0 0,5 0,5 0,5

2 2,4 0,6 14,0 1,0 1,0 1,0

3 4,4 1,1 28,0 2,0 2,0 2,0

4 6,4 1,6 49,0 3,5 3,5 3,5

5 8,0 2,0 70,0 5,0 5,0 5,0

Pentru tehnica flacără: Etalon stoc pentru cuptor: Din soluţia etalon de 1000 mg/L (Cd, Ni, Mn) se prepară următoarele concentraţii de soluţii stoc într-un balon cotat de 100 mL adus la semn cu soluţia de diluţie 0,1% HNO3, Soluţia aceasta se poate păstra la

temperatura de +4 C timp de 6 luni.

Cd Ni Mn

c (mg/L)

Vetalon (ml)

c (mg/L)

Vetalon (ml)

c (mg/L)

Vetalon (ml)

10 1 5 0,5 10 1

62


Pentru Cd se efectuează încă o diluţie de 1/100 în urma căreia rezultă un

stoc intermediar de 0,1 mg/L din care se prepară etaloanele de lucru.

Etaloane de lucru pentru cuptor:

Nr. std.

Cd Mn Ni

c (mg/L)

Vstoc (ml)

c (mg/L)

Vstoc (ml)

c (mg/L)

Vstoc (ml))

1 0,20 100 6 30 5 50

2 0,40 200 12 60 10 100

3 0,80 400 24 120 20 200

4 1,40 700 42 210 35 350

5 2,00 1000 60 300 50 500

Etaloanele de lucru pentru SAA-CG se prepară în baloane cotate de 50 mL şi se completează cu soluţie de diluţie 0,1% HNO3; se pot păstra la

temperatura +4 C timp de 7 zile. o Pregătirea probelor

Digestia probelor se face in eprubete gradate (vezi specificaţiile de la ). Filtrul prelevat se pune în eprubetă şi se adaugă 10 mL din soluţia de digestie menţionat la punctul o. Pentru fiecare serie se prepară un filtru neutilizat din aceeaşi lot, care va fi proba martor. La eprubetă se ataşează refrigerentul şi se introduce în locaşul blocului termostat (sau în baia de nisip). Probele se fierb cu reflux la temperatura de 125 ± 5° C timp de 2h. După răcire, probele se completează cu apă deionizată până la 20 mL. Este posibil ca digestia să nu fie completă, să rămână sediment. Pentru analiză se foloseşte supernatantul. Dacă sedimentarea nu este completă, înainte de analiză se filtrează o parte a soluţiei de ex. folosind un filtru de unică folosinţă. Pentru analiză proba astfel pregătita în funcţie de concentraţia estimată se poate dilua, în general este suficient un raport 1/2 până la 1/5. De raportul de diluţie se ţine cont la calculul rezultatelor.

o Condiţii de analiză la spectrometrul de absorbţie atomică

63


- Atomizare în flacără: Element Cr Fe Pb

Lungime de undă (nm) 357,9 372,0 283,3

Fantă (nm) 0,2 0,2 0,5

Corecţie D2 Nu Nu Da

Oxidant Aer Aer Aer

Tip flacără Reductor Oxidant Oxidant

Optimizare c(mg/L) pt. 0,2

abs

2 25 10

Domeniu de lucru: mg/L 0,8-8 7-70 0,5 - 5

- Atomizare în cuptor de grafit: Element Cd Mn Ni

Lungime de undă (nm) 228,8 403.1 232,0

Fantă (nm) 0,5R 0,2R 0,2R

Corecţie D2 Da Nu Da

Temperatură de calcinare: 350 700 1650

Temperatură de atomizare. 2000 2400 2500

10 20 10

Modificator Pd + VitC fără Pd + VitC

Optimizare c(µg/L) pt. 0,2 abs 1,1 36 25

0,2-2 6- 60 5-50

Aceste valori sunt informative, trebuie ţinut cont de recomandările producătorului instrumentului. 9. Exprimarea rezultatelor Rezultatele se exprimă în unităţile în care sunt exprimate valorile limită în HG 1218/2006 cu modificările ulterioare adică mg/m3. Dacă pentru valoarea limită este specificată că se referă la condiţii standard de referinţă, (20 °C şi presiunea p=101,3 kPa), se face conversia volumului de aer din condiţiile actuale la condiţia standard.

o Calcule - Debitul mediu de prelevare (L/min) :

64


2

21 vvv

qqq

;

qv1, qv2 – debitele iniţiale şi finale de prelevare (L/min)

- Volumul de aer prelevat (L):

tqV v * ;

t – durata prelevării (minute);

- Volumul prelevat corectat pentru condiţii de referinţă:

1

0

0

1 **T

T

p

pVVcor ;

p1 – presiunea atmosferică medie în timpul prelevării (kPa); p0 – presiunea atmosferică de referinţă (101,3 kPa); T1 – temperatura ambiantă medie în timpul prelevării (°K); T0 – temperatura de referinţă (293 °K);

- Masa analitului pe filtru:

0011 *** VcDFVcm ;

c1 – concentraţia medie de analit în soluţia de analizat (mg/L) c0 – concentraţia medie de analit în soluţia martor (mg/L) V1 – volumul soluţiei de analizat (L) V0 – volumul soluţiei martor (L) DF – factorul de diluţie utilizat (în absenţa diluţiei DF=1)

- Concentraţia masică în proba de aer (mg/m3):

corV

mc

65


- Pentru a putea compara concentraţia măsurată cu valorile limită, trebuie calculat concentraţia medie ponderată cu timpul (MPT), în funcţie de durata de expunere:

8

* etcMPT

te – durata de expunere

În cazul în care expunerea se întinde pe toată durata unui schimb de lucru de 8 ore, MPT=c. Dacă valoarea limită care se aplică, se referă la oxizi (de ex. oxid feric sau oxid de cadmiu), rezultatul trebuie înmulţit cu factorul de conversie corespunzător.

66


67


10. Raport de analiză Raportul de analiză trebuie să conţină cel puţin următoarele: o Date de identificare beneficiar (denumire, adresa, nr.reg., CUI) o Date despre prelevare: - Numele celui care a efectuat prelevarea - Reprezentantul beneficiarului care a participat la prelevare - Identificarea lucrătorului a cărui expunere a fost determinată (inclusiv numele, postul de munca, secţia) - Scopul prelevării - Condiţiile de lucru, date despre ventilaţie şi echipament individual de protecţie purtat - Sursele de emisie a noxelor - Descrierea procesului de lucru - Durata de expunere - Data prelevării - Ora începerii şi ora terminării prelevării (ora, minute) - Durata prelevării (minute) o Identificarea probei: - Tipul şi seria pompei de prelevare; - Tipul şi seria calibratorului de debit - Tipul prelevatorului - Tipul şi marcajul filtrului de prelevare - Debitul măsurat înainte şi după prelevare (litri/min) - Volumul de aer prelevat (litri) o Date despre microclimat: temperatură, umiditate relativă, presiune atmosferică, viteza curenţilor de aer o Orice observaţie relevantă care ar putea influenţa rezultatul o Date despre modul de prelucrare a probei o Data efectuării analizei o Identificarea instrumentului de analiză (tip, nr. serie) o Numele persoanei care a efectuat analiza o Rezultatul şi incertitudinea o Media ponderată cu timpul

68


11. Bibliografie 1. Bernard Welz, Michael Sperling: Atomic Absorption Spectrometry, 3rd Completely Revised Edition, 1999 WILEY-VCH Verlag GmbH & Co KgaA, Weinheim, ISBN: 9783527285716 2. Ralph Hebisch, Hajo-Henning Fricke, Jens-Uwe Hahn, Majlinda Lahaniatis, Claus-Peter Mashmeier, Markus Mattenklott: Sampling and determining aerosols and their chemical components - The MAK-Collection Part III. Air monitoring methods, Vol.9. DFG, Deutsche Forschungsgemeinschaft Copyright © 2005 WILEY-VCH Verlag GmbH & Co KgaA, Weinheim, ISBN: 3-527-31138-6 3. http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/3527600418.amsampaeroe0009/pdf 4. Method for the determination of cadmium – The MAK-Collection Part III. Air monitoring methods Vol.4. DFG, Deutsche Forschungsgemeinschaft Copyright © 2005 WILEY-VCH Verlag GmbH & Co KgaA, Weinheim, ISBN: 3-527-31138-6 http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/3527600418.am744043vere0004/pdf 5. Method for the determination of nickel – The MAK-Collection Part III. Air monitoring methods Vol.7. DFG, Deutsche Forschungsgemeinschaft Copyright © 2005 WILEY-VCH Verlag GmbH & Co KgaA, Weinheim, ISBN: 3-527-31138-6 6. http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/3527600418.am744002vere0007/pdf 7. Institut National de Recherche et de Sécurité (INRS) – Métaux – Métalloïdes (Fiche 003), in Métrologie des Polluants – Évaluation de l’Éxposition Professionnelle – Méthodes de Prélèvement et d’Analyse de l‘Air, INRS, Paris http://www.inrs.fr/accueil/produits/bdd/metropol.html 8. Health and Safety Executive: MDHS6/3 Lead and inorganic compounds of lead in air Laboratory method using flame or electrothermal atomic absorption spectrometry in Occupational Medicine and Hygiene Laboratory: Methods for the Determination of Hazardous Substances (MDHS) guidance http://www.hse.gov.uk/pubns/mdhs/pdfs/mdhs6-3.pdf 9. Health and Safety Executive: MDHS10/2 Cadmium and inorganic compounds of cadmium in air Laboratory method using flame atomic absorption spectrometry or electrothermal atomic absorption

http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/3527600418.amsampaeroe0009/pdf

http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/3527600418.amsampaeroe0009/pdf

http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/3527600418.am744043vere0004/pdf




http://www.inrs.fr/accueil/produits/bdd/metropol.html

http://www.hse.gov.uk/pubns/mdhs/pdfs/mdhs6-3.pdf

69


spectrometry in Occupational Medicine and Hygiene Laboratory: Methods for the Determination of Hazardous Substances (MDHS) guidance http://www.hse.gov.uk/pubns/mdhs/pdfs/mdhs10-2.pdf 10. Health and Safety Executive: MDHS12/2 Chromium and inorganic compounds of chromium in air Laboratory method using flame atomic absorption spectrometry in Occupational Medicine and Hygiene Laboratory: Methods for the Determination of Hazardous Substances (MDHS) guidance http://www.hse.gov.uk/pubns/mdhs/pdfs/mdhs12-2.pdf 11. Health and Safety Executive: MDHS42/2 Nickel and inorganic compounds of nickel in air (except nickel carbonyl) Laboratory method using flame atomic absorption spectrometry or electrothermal atomic absorption spectrometry in Occupational Medicine and Hygiene Laboratory: Methods for the Determination of Hazardous Substances (MDHS) guidance http://www.hse.gov.uk/pubns/mdhs/pdfs/mdhs42-2.pdf 12. OSHA: Metal & Metalloid Particulates In Workplace Atmospheres (Atomic Absorption) ID 121 in OSHA - Sampling and Analytical Methods –electronic version http://www.osha.gov/dts/sltc/methods/inorganic/id121/id121.pdf 13. OSHA: Cadmium In Workplace Atmospheres ID 189 in OSHA - Sampling and Analytical Methods –electronic version http://www.osha.gov/dts/sltc/methods/inorganic/id189/id189.pdf 14. INSHT - MTA/MA-025/A92 - Determinación de metales y sus compuestos iónicos en aire - Método de filtro de membrana /espectrofotometría de absorción atómica in Métodos toma de muestras y análisis http://www.insht.es/InshtWeb/Contenidos/Documentacion/FichasTecnicas/MetodosAnalisis/Ficheros/MA/MA_025_A92.pdf

Adaptata şi verificată în Laboratorul Încercari Fizice, Chimice şi

Microbiologice –Toxicologie Industriala - CRSP TÂRGU - MUREŞ




http://www.osha.gov/dts/sltc/methods/inorganic/id121/id121.pdf

http://www.osha.gov/dts/sltc/methods/inorganic/id189/id189.pdf

http://www.insht.es/InshtWeb/Contenidos/Documentacion/FichasTecnicas/MetodosAnalisis/Ficheros/MA/MA_025_A92.pdf

http://www.insht.es/InshtWeb/Contenidos/Documentacion/FichasTecnicas/MetodosAnalisis/Ficheros/MA/MA_025_A92.pdf

70


IV.8. Determinarea unor compuşi organici volatili din aerul locurilor de muncă , prin GC

1. Scop Prezenta metodologie are drept scop prezentarea modului de prelevare a probelor şi de execuţie a analizelor, prin cromatografie în fază gazoasă, pentru determinarea concentraţiei unor compuşi organici volatili din aerul locurilor de muncă. Sunt prezentate de asemenea echipamentele şi materialele utilizate, operaţiunile prealabile şi activităţile finale . 2. Domeniul de aplicare Procedura se aplică pentru concentraţii în aer ale compuşilor organici volatili situate aproximativ în domeniul cuprins între 0,2 mg/m3 până la 2000 mg/m3 pentru un volum de prelevare de 5 l. Metoda permite determinarea concentraţiilor din aer a următorilor compuşi: acetonă, acetat de etil, acetat de n-butil, n-butanol, ciclohexan, etanol, metil-etil-cetonă, n-hexan, benzen, toluen, xilen. Metoda descrisă în procedură se aplică şi la măsurarea concentraţiilor din aer ale compuşilor organici volatili prezenţi în amestec. Metoda se poate aplica şi pentru determinarea altor compuşi organici volatili din aer, dar validitatea ei trebuie verificată. Modul de lucru este compatibil cu aparatura de prelevare a probelor individuale sau în punct fix şi se poate utiliza pentru calcularea concentraţiei medii ponderate în funcţie de timp, a vaporilor de compuşi organici volatili din aer. Compuşii organici care au timp de retenţie identici sau apropiaţi cu substanţele analizate pot să interfere.Interferenţele pot fi minimizate prin alegerea corectă a coloanelor cromatografice şi a condiţiilor de separare, respectiv prin consultarea fişelor de securitate de la locurile de muncă. Determinările descrise în prezenta procedură specifică se efectuează la solicitare sau în cadrul unor Programe Naţionale şi Internaţionale ale Ministerului Sănătăţii şi au drept scop evaluarea expunerii ocupaţionale la agenţi chimici, datorată utilizării compuşilor organici volatili ca solvenţi organici.

71


3. Documente de referinţă o Manualul Calităţii laboratorului o Culegere de metode de investigaţie în domeniul medicinii muncii. Determinarea gaz cromatografică a unor solvenţi organici, Ministerul Sănătăţii, Academia de Ştiinţe Medicale, Institutul de Igienă şi Sănătate Publica Bucureşti, 1991 o SR ISO 9487-2001 Aerul locurilor de muncă - Determinarea vaporilor de hidrocarburi aromatice. Metoda de analiză prin tuburi cu cărbune activ / desorbţia solventului / cromatografie în fază gazoasă. o SR EN 482 /2012 Expunere la locul de munca. Cerinţe generale pentru performanţa procedurilor de măsurare a agenţilor chimici. o SR EN 689 -2003 Atmosfera locurilor de muncă. Ghid pentru evaluarea expunerii la agenţi chimici pentru compararea cu valori limită şi strategia de măsurare. o SR EN 1076 / 2002 - Atmosfera locului de muncă. Tuburi de adsorbţie cu pompare pentru determinarea gazelor şi vaporilor. Cerinţe şi metode de încercare. o SR EN 13649 / 2002 - Emisii de la surse fixe. Determinarea concentraţiei masice a compuşilor organici gazoşi individuali. Metoda prin carbon activ şi desorbţia solvenţilor. o SR EN 14662-2/2007 – Calitatea aerului înconjurător. Metoda standardizată pentru măsurarea concentraţiei de benzen. Partea 2: Prelevarea prin pompare urmată de desorbţia termică şi cromatografie în fază gazoasă o SE EN 1540 /2003 Atmosfera locului de muncă Terminologie. o NIOSH – Manual of Analytical Methods ( NMAM), Fourth Edition, 5/15/96 Volatile Organic Compounds o NIOSH – Manual of Analytical Methods ( NMAM), Method 1500, Hydrocarbons, 36-126 0C BP o NIOSH – Manual of Analytical Methods ( NMAM), Method 1501, Hydrocarbons, aromatic. o OSHA Sampling and Analytical Methods, 3/19/04, Method 07- Organic Vapors

72


o OSHA Sampling and Analytical Methods, 3/19/04, Method PV 2028, Gasoline o SR ENV 13005-2003 Ghid pentru exprimarea incertitudinii de măsurare o SR ISO 5725-1/1997 Exactitatea ( justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurătorilor. Partea 1 Principii generale şi definiţii. o SR ISO 5725-2/2002 Exactitatea ( justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurătorilor. Partea 2 Metoda de bază pentru determinarea repetabilităţii şi reproductibilităţii unei metode de măsurare standardizate. o SR ISO 5725-3/2002 Exactitatea ( justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurătorilor. Partea 3 Măsurări intermediare ale fidelităţii unei metode de măsurare standardizate. o SR ISO 5725-4/2002 Exactitatea ( justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurătorilor. Partea 4 Metode de bază pentru determinarea justeţei unei metode de măsurare standardizate. o SR ISO 5725-5/2002 Exactitatea ( justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurătorilor. Partea 5 Metode alternative pentru determinarea fidelităţii unei metode de măsurare standardizate. o SR ISO 5725-6/2002 Exactitatea ( justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare şi a rezultatelor măsurătorilor. Partea 6 Utilizarea în practică a valorilor exactităţii o Gh. Toacşe, Ana Maria Toacşe – Incertitudinea şi validare, Ed. Medicală, Buc.2008 o Gabriela Mancaş – Validarea şi incertitudinea: cerinţe pentru asigurarea calităţii metodelor analitice, Ed. Tehnică Ştiinţifică şi Didactică Iaşi, 2003 4. Definiţii o Compuşi organici volatili(COV):substanţe organice care au punctul de fierbere mic, respectiv volatilitatea crescută la temperatura ambiantă. o Solvent organic: orice compus organic volatil folosit separat sau în combinaţie cu alte substanţe ori preparate pentru a dizolva materii prime, produse sau deşeuri ori utilizat ca agent de curăţare, dizolvant, mediu de dispersie, regulator de vâscozitate etc.

73


o Cromatografie în faza gazoasă: metodă instrumentală de analiză de înaltă performanţă care permite determinarea individuală a compuşilor organici prezenţi în amestecuri complexe. Are la bază separarea acestora pe o coloană, deplasaţi fiind de un gaz purtător, urmată de detecţia, realizată, cel mai adesea, cu un detector cu ionizare în flacără (FID) sau cu un spectrometru de masă (MS). o Validare proces de evaluare a caracteristicilor de performanţă ale unei metode de analiză şi de verificare că este adecvată scopului în care va fi utilizată. o Exactitate (acurateţe) : caracteristică de performanţă a unei metode de analiză care exprimă gradul de apropiere (concordanţa) între rezultatul unei măsurări şi valoarea convenţional adevărată. Se exprimă prin bias (deplasare). o Bias : diferenţa între media rezultatelor obţinute în condiţii de repetabilitate şi valoarea convenţional adevărată. Se exprimă ca valoare absolută sau procentuală(relativă). o Precizie (fidelitate) : caracteristica de performanţă a unei metode de analiză care exprimă gradul de apropiere (concordanţă) între rezultatele individuale ale unei serii de măsurători efectuate în condiţii prevăzute. o Repetabilitate: precizia unui set de măsurări efectuate cu aceeaşi metodă pe elemente de testare identice, cu acelaşi echipament, acelaşi lot de reactivi, acelaşi analist într-o perioadă de timp scurtă. Se exprimă prin deviaţia standard relativă ( coeficient de variaţie) o Incertitudine : parametru asociat rezultatului unei măsurări care caracterizează dispersia valorilor ce, în mod rezonabil, pot fi atribuite masurândului. o Etalonarea : ansamblu de operaţii care stabilesc în condiţii specificate, relaţia dintre valorile unei mărimi indicate de un aparat ori un sistem de măsurare şi concentraţia unui etalon. o Limită minimă de detecţie: cea mai mică valoare (cantitate, concentraţie) care poate fi detectată şi distinctă faţă de blanc. o Limită minimă de măsurare ( cuantificare ): cea mai mică valoare (cantitate, concentraţie) care poate fi determinată cantitativ cu un nivel acceptabil al repetabilităţii şi exactităţii.

74


o Domeniu de măsurare: intervalul între nivelul inferior şi cel superior de concentraţie de analit în care se demonstrează liniaritatea curbei de etalonare. o Interferent: orice compus înafara celor ce urmează a fi determinaţi, care afectează rezultatul (măsurării) determinării. o Loc de muncă: zonă sau zone definite în care se desfăşoară o activitate. 5. Descrierea metodei o Principiul metodei Un volum cunoscut de aer posibil contaminat (proba) este aspirat printr-un tubuşor de sticlă sau metal ce conţine cărbune activ. Vaporii organici sunt adsorbiţi de cărbunele activ. Aceşti compuşi organici sunt apoi desorbiţi într-un solvent adecvat iar soluţia rezultată este analizată cu un gaz cromatograf echipat cu detector cu ionizare în flacără. o Echipamente şi ustensile de încercări / măsurări o Gaz cromatograf, Model 4890 D, firma producătoare Hewlet Packard, echipat cu detector cu ionizare in flacara (FID) şi coloană capilara de separare cromatografică. o Pompa de prelevare prin aspirare model Apex Casella, debit 5-5000 ml / min; o Incărcător pentru acumulatorul pompei; o Cap de aspirare (cu clema) pentru tubuşoare; o Debitmetru cu pelicula de săpun; o Rotametru; o Tubuşoare adsorbante din sticla (lungime 7 cm, diametru interior 4 mm ) umplute cu cărbune activ de granulaţie 20-40 mesh dispus in doua zone: zona adsorbantă (100 mg) şi zona de rezerva (50mg). Zonele sunt separate, iar cărbunele este fixat la capetele tubului, cu vată de sticlă sau alt material inert. o Capace de polietilena pentru închiderea tubuşoarelor cu cărbune; o Pipete gradate de 1ml (± 0.007ml ), 2 ml (± 0.01 ml), 5 ml (± 0.003 ml) clasa AS.

75


Pipete automate mecanice 1-5 ml ( eroare - 0,25%, imprecizie 0,13%) , de 0,1-1 ml şi de 10-100 µl. o Seringi cu volum de 5 µl şi de 10µl , gradate în diviziuni de 0,1 µl . o Baloane cotate de 10 ml, 25 ml şi 50 ml o Flacoane pentru păstrarea soluţiilor etalon: capacitatea de 10 ml, prevăzute cu capac cu filet şi garnitură de cauciuc siliconic teflonată o Flacoane de sticlă prevăzute cu capac cu filet şi garnitură de cauciuc siliconic teflonat, cu volum de 2 şi 5 ml o Reactivi şi materiale consumabile Se utilizează numai reactivi de calitate analitică recunoscută. o disulfura de carbon de calitate cromatografică, verificată în prealabil, prin analiză gaz cromatografică, pentru a evidenţia posibilele interferenţe. o etaloane de: benzen, toluen, xilen, etanol, acetonă, metil-etil-cetona, acetat de etil, acetat de n-butil, de cea mai inalta puritate.Pentru trasarea curbei de etalonare se prepară, prin diluţii succesive plecând de la o soluţie stoc preparată volumetric, soluţii etalon cu conţinut variind între 5 µg/ml şi 1000 µg/ml.În condiţii de refrigerare (3 – 5 oC) si pastrate in flacoane inchise ermetic , soluţiile etalon sunt stabile cel puţin un an. Dacă se observă o deteriorare evidentă a lor, se refac.Domeniul de concentraţii ale acestora trebuie să acopere domeniul de concentraţii al probelor desorbite. o soluţie etalon stoc de 50 000 µg/ml : se introduc volumetric (tinind cont de densitati) cu exactitate câte 500 mg din fiecare etalon pur, în balon cotat de 10 ml, se aduce la semn cu disulfură de carbon şi se omogenizează. o soluţie etalon de 1000 µg/ml : se introduc cu ajutorul unei pipete 0,5 ml solutie etalon stoc (3) intr-un balon cotat de 25 ml, se aduce la semn cu disulfura de carbon si se omogenizeaza o soluţie etalon de 500 µg/ml : se introduc cu ajutorul unei pipete 5 ml soluţie etalon de 1000 µg/ml (4) într-un balon cotat de 10 ml, se aduce la semn cu disulfură de carbon şi se omogenizează. o soluţie etalon de 250 µg/ml : se introduc cu ajutorul unei pipete 5 ml de soluţie etalon de 500 µg/ml (5) într-un balon cotat de 10 ml., se aduce la semn cu disulfură de carbon şi se omogenizează.

76


o soluţie etalon de 100 µg/ml : se introduc cu ajutorul unei pipete 4 ml soluţie etalon de 250 µg/ml (6) într-un balon cotat de 10 ml se aduce la semn cu disulfură de carbon şi se omogenizează. o soluţie etalon de 50 µg/ml : se introduc cu ajutorul unei pipete 5 ml soluţie etalon de 100 µg/ml (7) într-un balon cotat de 10 ml se aduce la semn cu disulfură de carbon şi se omogenizează. o soluţie etalon de 5 µg/ml : se introduc cu ajutorul unei pipete 1 ml soluţie etalon de 50 µg/ml (8) într-un balon cotat de 10 ml se aduce la semn cu disulfură de carbon şi se omogenizează. Pentru verificarea curbei de etalonare se prepară următoarele soluţii etalon de control: o soluţie etalon de control de 5 mg/ml : se introduc cu exactitate cate 50 mg din fiecare component pur într-un balon cotat de 10 ml, se aduce la semn la disulfură de carbon şi se omogenizează. o soluţie etalon de control de 1 mg/ml : se introduc cu exactitate câte 50 mg din fiecare component într-un balon cotat de 50 ml se aduce la semn cu disulfură de carbon şi se omogenizează. Soluţiile etalon astfel preparate se păstrează în flacoane speciale dedicate acestui lucru. o azot comprimat, puritate 99,999% o hidrogen electrolitic comprimat o aer comprimat o vârfuri pentru pipete automate o Prelevarea compuşilor organici volatili Înaintea efectuării prelevărilor, tubuşoarele adsorbante se etichetează şi li se dă un număr .Dacă se folosesc tubuşoare preparate în laborator, carbunele se activează suplimentar prin încălzire la 3000 C timp de două ore, iar apoi tubusoarele se păstrează cu capetele închise ermetic până în momentul recoltării. Se verifică gradul de încărcare al acumulatorului pompei, iar la nevoie se încărcă. Pentru recoltarea compuşilor organici volatili se reglează debitul de aspirare al pompei, la 0,25 l /minut cu ajutorul unui debitmetru cu peliculă cu săpun, pompa aspirând aer în timpul acestei operaţii, printru-un tubuşor identic cu cele ce urmează a fi utilizate. Se utilizează pentru prelevări pompele Apex Casella .

77


Se asamblează echipamentul de prelevare ( pompa de aspirare , tubul de plastic şi capul de aspirare). Se instalează acest echipament la punctual de prelevare ales ( prelevare personală sau prelevare în punct fix). Se deschid capetele tubuşorului adsorbant, iar acesta se fixează în capul de aspirare, în poziţie verticală, respectând sensul de curgere al aerului indicat pe tub. Se porneşte pompa având grijă ca de fiecare dată timpul indicat să fie zero. După terminarea intervalului de timp setat pentru aspirare pompa se opreşte ( se poate opri şi manual). Tubuşorul cu cărbune activ se scoate din capul de prelevare şi se reînchid ermetic capetele sale cu capacele de polietilenă. Volumul de aer aspirat se stabileşte prin debitul de aspirare al pompei şi prin setarea (alegerea ) timpului de prelevare. Se prepară probe martor prin utilizare unor tubuşoare identice cu cele folosite pentru prelevări, exceptând operaţia de aspirare a aerului prin ele. o Execuţia analizei o Analiza gaz cromatografică Gaz cromatograful se pune în funcţie conform instrucţiunilor de utilizare ale aparatului. Analiza se efectuează în următoarele condiţii: - Detector cu ionizare în flacar - Coloana de separare capilară BP-5 (L = 30m, d int = 0,32 mm) - Regim de temperatură a coloanei; T init = 50 0 C, t init = 2 min, rata de creştere r = 7 0 C / min, T final = 1250 C, t final = 0 min. - Temperatura evaporatorului : 2500 C, - Temperatura detectorului : 250 0 C, - Gaz purtător: azot - Gaze auxiliare: aer comprimat ; hidrogen electrolitic - Volum de probă / soluţie etalon injectat : 1 până la 5 µl In condiţiile folosirii unei coloane de separare cu alte caracteristici (alta faza stationara, alte dimensiuni etc) regimul de temperatura al coloanei se va stabili astfel incit sa se asigure o separare cit mai buna intr-un timp optim. o Etalonare

78


Se analizează gaz cromatografic, de trei ori, fiecare soluţie etalon, în condiţiile descrise mai sus. În acest scop se injectează în gaz cromatograf, în mod reproductibil, un volum cunoscut (1 – 5µl) din solutia etalon. În cazul supraîncărcării sistemului cromatografic se injectează volume mai mici. Se trasează curba de etalonare reprezentând grafic suprafaţa picurilor corespunzătoare substanţelor analizate corectate cu valoarea probei martor (disulfură de carbon) în funcţie de cantitatea injectata (exprimata in micrograme) sau de concentraţiile soluţiilor etalon ale substanţelor analizate, exprimate în micrograme / mililitru. Curbele de etalonare impreuna cu coeficientii lor de regresie (corelare), trasate pentru COV care fac obiectul acestei metodologii, sint atasate. Curba de etalonare se trasează o data pe an precum şi după orice modificare a parametrilor de analiză (coloană se separare, regimul de temperatură al coloanei, debitele gazului purtător şi al gazelor auxiliare ) sau după intervenţiile de service şi de mentenanţă. Se verifică curba de etalonare prin analizarea soluţiilor etalon de control. Dacă diferenţa este mai mare de 5% se efectuează o nouă etalonare. Pentru calcularea concentraţiilor de COV din probe şi din soluţiile etalon martor, se utilizează curba de etalonare. Curbele de etalonare şi rezultatele se păstrează pe suport magnetic şi pe hârtie . o Pregătirea soluţiilor de probe prin desorbţie în disulfură de carbon. Pentru trecerea în soluţie a vaporilor organici reţinuţi pe cărbunele activ din tubuşoarele recoltoare se efectuează desorbţia lor în disulfură de carbon. Se introduce cu ajutorul unei pipete 1 ml de disulfură de carbon într-un flacon de 2 ml prevăzut cu capac cu filet şi garnitură de cauciuc siliconic teflonat, se închide imediat. Se scot capacele de plastic cu care sint inchise capetele tubuşorului şi se îndepărtează dopurile cu care este fixat cărbunele activ. Se transferă cărbunele din prima zonă a tubuşorului ( cantitatea mai mare) în flaconul cu disulfură de carbon şi se închide etanş. Se agită flaconul din când în când, timp de 30 min., la temperatura camerei, pentru a se asigura o desorbţie maximă. Se repetă aceste operaţii pentru a doua zonă cu cărbune a tubuşorului, zona de rezervă, cu un alt flacon cu disulfura de carbon.

79


Când se utilizează tubuşoare recoltoare ce conţin mai mult cărbune decât 100 + 50 mg, se utilizează pentru desorbţie flacoane mai mari şi un volum de disulfură de carbon mai mare ( de ex. 400 mg cărbune se desorb cu 4 ml de disulfură de carbon ) o Determinarea propriu-zisă În gaz cromatograful aflat în regimul de lucru menţionat se injectează pentru analiză, acelaşi volum din soluţia rezultată la desorbţie ca şi volumul injectat pentru trasarea curbei de etalonare. Se determină, din cromatograma, suprafaţa picului substanţei de determinat iar din curba de etalonare se stabileşte concentraţia masică în micrograme / ml, a substanţei analizate din proba injectată. Dacă zona de rezervă conţine mai mult de 10% substanţa analizată prin raportare la prima zonă, se consideră ca proba nu este corespunzătoare şi se distruge. În maniera descrisă se analizează şi tubuşorul martor, iar la fiecare set de probe se analizează o soluţie etalon ( calibrare în două puncte). Sint anexate cromatograma obtinuta prin analiza unui amestec etalon, respectiv a doua probe prelevate din aerul locurilor de munca. o Identificarea componentilor Identificarea compusilor separati din proba analizata si reprezentati in cromatograma prin picuri se face pe baza timpului de retentie, comparind cromatograma probei cu cromatograma unei solutii etalon. Valorile acestui parametru calitativ, pentru COV care fac obiectul acestei metode, determinat in conditiile de separare descrise mai sus, sint prezentate in tabel.Trebuie mentionat faptul ca, in conditiile de separare mentionate, pot aparea si anumite interferente. Astfel, n-hexanul se poate suprapune in cromatograma peste acetatul de etil, ciclohexanul peste benzen iar ciclohexanona si stirenul peste unul din izomerii xilenului. Pentru identificarea cu siguranta, in astfel de cazuri, se impune consultarea fiselor de securitate de la locul de munca sau identificarea compusilor prin spectrometrie de masa . De fapt sint foarte rare cazurile in care sa fie prezenta in aerul locurilor de munca toata gama de COV. o Calcul şi exprimare rezultate Concentraţia masică a substanţei analizate din proba de aer C, exprimată în mg compus/m3

80


C =

În care: C1 – concentraţia în µg compus /ml a soluţiei analizate corespunzătoare primei zone de cărbune a tubuşorului, C2 - concentraţia corespunzătoare zonei de rezervă a tubuşorului, în µg/ml C3 – concentraţia în µg compus /ml a soluţiei obţinute prin desorbţia împreună a ambelor zone de cărbune ale tubuşorului martor V – volumul de aer recoltat, în litri Vd – volum de disulfură de carbon utilizat pentru desorbţie, în ml A fost determinata si repetabilitatea analizelor de COV, analizind in acest scop o solutie etalon de concentratie 50µg/ml. Rezultatele, exprimate prin deviatia standard relativa, sint prezentate in tabel. o Erori care pot afecta determinarea si modalitati de evitare a lor Principalele erori care pot afecta rezultatele determinărilor efectuate conform prezentei proceduri pot fi cauzate de următorii factori:

o modificarea sensibilităţii detectorului FID ca urmare e eventualelor depuneri de compuşi pe unele componente ale sale sau în urma modificării raportului dintre debitele gazelor auxiliare.

o inexactitate în etalonarea multi - punct şi neliniaritate o interferenţa / contaminarea probelor o erori de blanc sau de matrice o măsurarea volumelor de reactivi, respectiv a aerului aspirat prin

tubusoare o efecte ale analistului

Evitarea şi diminuarea erorilor de analiză se realizează prin: o utilizarea de etaloane sau materiale de referinţă o analiza unui martor la fiecare set de probe o analiza unei soluţii etalon la fiecare set de probe o reetalonarea atunci când la verificarea cu soluţii etalon de control

apar diferenţe mai mari de 5% o verificarea şi curăţarea anuală sau la nevoie a detectorului FID

Adaptată şi verificată în Laboratorul Sănătate Ocupaţională – CRSP CLUJ NAPOCA

81


V.DETERMINAREA PULBERILOR ÎN AERUL ZONELOR DE

MUNCĂ

V.1. Aspecte teoretice

Pulberile existente în aerul locurilor de muncă reprezintă sisteme

disperse cu faza de dispersie solidă şi mediul de dispersie gazos. Acest tip

de sisteme disperse se împart la rândul lor în aerosoli şi aero-emulsii, în

funcţie de dimensiunile fazei de dispersie.

Pulberile din aerul locurilor de muncă fac parte, în general, din categoria

aerosolilor, ai căror particule au diametre care variază între 0,001 şi 100µm

şi o contribuţie de masă variind intre 10-9 şi 10g/m3 de gaz.

Având în vedere aceste considerente, pulberile din mediul de muncă

pot fi definite ca sisteme disperse (de tip aerosol) de particule solide

heterogene aflate într-un gaz (aer), particule a căror distribuţie pe mărime

este predominant aceea a unui coloid.

Există o distincţie clară între pulberi, fumuri (care fac parte din

categoria aerosolilor) şi ceţuri. Ceţurile sunt sisteme disperse cu fază

dispersă lichidă şi mediul de dispersie gaz şi se numesc aero-emulsii.

Pulberile, fumurile şi ceţurile se deosebesc între ele şi prin modul de

formare şi dimensiuni. Astfel, pulberile se formează în general prin

procesul de dezintegrare, un exemplu tipic în acest sens reprezentând

mineritul, iar dimensiunile particulelor pot varia de la valori submicronice

la 1µm. Fumurile sunt de două tipuri: cele rezultate din reacţii chimice

(„fumes”),,de exemplu: oxidări sau sublimări, ori distilări urmate de

procese de condensare şi cele rezultate din arderea combustibililor fosili,

lemnului sau materialelor asfaltice („smokes”). Dimensiunile particulelor

variază între 0,001 şi 1µm. Ceţurile rezultă din procesele de atomizare sau

82


condensare, ca de exemplu operaţiile de tăiere, măcinare, sprayare, iar

dimensiunile sunt cuprinse între câţiva µm şi 10µm.

În conformitate cu Comitetul European de Standardizare (CEN 481/1993) şi

ACGIH

(American Conference of Governmental Industrial Hygienists), pulberile au

fost definite astfel:

o fracţiunea inhalabilă este fracţiunea masică din totalul de particule în

suspensie din aer care este inhalată pe gură, particule cu diamentrul

aerodinamic între 1 şi 100µm

o fracţiunea toracică este fracţiunea masică a particulelor inhalate care

pătrunde după laringe, particule cu diametrul între 0,1 şi 35µm

o fracţiunea respirabilă este fracţiunea masică a particulelor inhalate

care pătrunde până la căile neciliate, particule între 0,1 şi 15 µm.

Nu există o metodă unică de prelevare a pulberilor din aer, care să

fie potrivită oricărei situaţii de expunere. S-au pus la punct diferite metode

de recoltare a aerului şi s-au construit aparate de recoltare în limitele

tehnologice existente, care să poată fi utilizate în diferite circumstanţe de

expunere.Pulberile care pătrund în organism au loc pe cale inhalatorie.

Deoarece pulberile se depun în diferite zone ale tractului respirator, în

funcţie de mărimea lor, pentru evaluarea expunerii profesionale la pulberi,

se impune prelevarea pulberilor din aer pe fracţiuni de mărime, adică este

necesar să se măsoare fracţiunile: inhalabile toracică, respirabilă.(fig 1)

83


Fig.1 Regiunile aparatului respirator şi fracţiunile de praf reţinute

Depunerea pulberilor în diferite zone ale aparatului respirator depinde de o serie de factori fizici şi chimici ai acestora (distribuţia de mărime a particulelor, forma acestora, solubilitatea în apă şi lipide, reactivitatea chimică, sarcina electrică datorată adsorbţiei ionilor din atmosferă sau frecării în procesul de formare a pulberilor, proprietăţile adsorbtive faţă de gaze care au importanţă în diferite reacţii chimice în organism), de condiţiile de expunere (concentraţia pulberilor în aer, temperatură, umiditate relativă, viteza curenţilor de aer), precum şi de caracteristicile individuale ale expuşilor (sex, vârstă, greutate, stare de sanătate, fumat). Echipamentele de prelevare a pulberilor sunt în concordanţă cu directivele Comitetul European de Standardizare (CEN 481/1993) şi ACGIH (American Conference of Governmental Industrial Hygienists), care au definit eficienţa de reţinere a unui dispozitiv de prelevare şi curbele de reţinere pe filtre pentru cele trei fracţiuni de praf: inhalabilă, toracică şi respirabilă (termenul “inhalabil” înlocuieşte termenul “total” deoarece acesta se referă la concentraţia tuturor particulelor existente în aer). Eficienţa de prelevare a unui dispozitiv a fost definită ca fiind fracţiunea de particule reţinute pe filtru, indiferent de orientarea filtrului faţă de direcţia curenţilor de aer şi este dată pentru fracţiunea inhalabilă de relaţia:

84


Ei = 50 (1 + e-0.06Da ) ± 10 (1) (1)

unde: Ei = eficienţa de colectare (%) pentru fracţiunea inhalabilă Da = diametrul aerodinamic al particulelor (µm) (definit ca fiind diametrul unei sfere cu densitatea egală cu unitatea, având aceeaşi viteză limită de cădere liberă in câmp gravitaţional ca şi particula studiată). Pentru fracţiunea toracică eficienţa de prelevare, Et, este dată de relaţia:

Et = Ei [1 – F(x)] (2) (2)

unde F(x) = funcţia de probabilitate cumulată a variabilei normale standardizate x

ln (Da/D) x = (3)

ln s

cu D = 11,64 µm si s = 1,5 Pentru fracţiunea alveolară eficienţa de prelevare, Ea, este dată de relaţia:

Ea = Ei [ 1 – F(x)] (4) (4)

unde F(x) şi x au aceeaşi semnificaţie ca in cazul fractiunii toracice, iar D = 4,25 µm si s = 1,5. Curbele teoretice de reţinere pe filtre recomandate de ACGIH/ISO/CEN sunt caracterizate de o eficienţă de reţinere de 50% la diametrul aerodinamic de 10 ± 1 µm pentru fracţiunea toracică şi de 4 ± 1µm pentru fracţiunea respirabilă; eficienţa de reţinere a prafului respirabil este zero la valoarea de peste 10 µm a diametrului aerodinamic (tabelul 1).

85


Tabel 1. Curbele teoretice de retinere pe filtre pentru cele trei fractiuni de praf: respirabila, toracica si inhalabila

Diametrul

aerodinamic al

particulelor (µm)

Praf Inhalabil (%)

Diametrul aerodinamic

al particulelor

(µm)

Praf toracic (%)

Diametrul aerodinamic

al particulelor

(µm)

Praf respirabil (%)

0 100 0 100 0 100

1 97 2 94 1 97

2 94 4 89 2 91

5 87 6 80.5 3 74

10 77 8 67 4 50

20 95 10 50 5 30

30 58 14 23 6 17

40 54.5 16 15 7 9

50 52.5 18 9.5 8 5

100 50 25 2 10 1

Organismele internaţionale de profil au stabilit criterii pentru aprecierea performanţelor aparatelor de prelevare selective în funcţie de dimensiunea particulelor. În acest sens, parametrul ce caracterizează eficienţa de prelevare a acestor tipuri de aparate îl reprezintă mărimea de particule recoltate cu o eficienţă de 50%, notat d50. În conformitate cu criteriile ACGIH/ISO/CEN, d50 are o valoare de 4µm pentru dispozitivele de prelevare a fracţiunii respirabile de praf şi de 10µm pentru dispozitivele de prelevare a fracţiunii toracice; pentru fracţiunea inhalabilă, d50 are valoarea de 100 µm. Cu alte cuvinte, aşa cum reiese şi din tabelul 1, eficienţa de prelevare a fracţiunii respirabile este de 50 % pentru particulele având diametrul aerodinamic de 4 µm; când particulele au mărimea sub 4 µm, eficienţa de prelevare creşte atunci cand Da scade iar pentru particule mai mari de 4 µm, eficienţa de prelevare scade cu creşterea Da. Similar, în cazul fracţiunii toracice, eficienţa de prelevare este de 50% atunci când particulele au mărimea de 10µm; pentru particule mai mici de 10µm, eficienţa de prelevare creşte cu descreşterea Da, iar pentru particule mai mari de 10µm eficienţa de prelevare scade cu creşterea Da. În cazul fracţiunii inhalabile,

86


eficienţa de prelevare are o valoare de 50% la dimensiunea de 100µm; când particulele au mărimi sub 100 µm, eficienţa de prelevare creşte cu scăderea Da, iar pentru particulele cu mărimi peste 100 µm eficienţa de prelevare scade cu creşterea Da. Eficienţele de prelevare (exprimate ca fracţiuni de particule), în concordanţă cu criteriile ACGIH/ISO/CEN, ale unui aparat de prelevare selectiv pe dimensiuni sunt arătate în fig.2

Efectele asupra stării de sănătate. Cele mai multe pulberi industriale conţin o gamă mare de particule de diferite dimensiuni. Comportamentul, depozitarea şi soarta particulelor de la intrare în sistemul respirator precum şi efectul acestora depinde de mărimea particulelor. Este important să se ia în considerare concentraţiile de praf prezente în fracţiuni de diferite dimensiuni. Clasificare principalelor pulberi existente în aerul locurilor de muncă, în funcţie de efectele lor asupra stării de sănătate:

- pulberi de dioxid de siliciu şi amestecuri ce conţin dioxid de siliciu unde principala îmbolnăvire profesională este silicoza, antracosilicoza şi alte pneumoconioze mixte;

- pulberi de azbest şi amestecuri ce conţin azbest pot provoca azbestoză, plăci pleurale, mezoteliom, cancer bronho-pulmonar, cancerul căilor respiratorii superioare, cancerul altor organe.

- Pulberi minerale artificiale pot provoca cancer pulmonar,boli pleurale benigne, efecte iritative ale aparatului respirator etc

87


- Pulberi metalice şi compuşi metalici . În funcţie de metalul la care este expus personalul muncitor pot provoca aluminoză (expunere la aluminiu), traheobronsită, pneumonie, afectare renală, ulceraţii şi perforări ale septului nazal, astm bronşic, cancer pulmonar, sideroză etc

- Pulberi organice vegetale şi animale pot conduce la rinită alergică, astm bronşic,bisinoză, pneumoconioză necolagenă etc Aprecierea expunerii profesionale la pulberi se face utilizând parametrul de încărcare externă, iar în unele cazuri se utilizează parametrul de încărcare internă, care se referă la doza de agent nociv absorbit. Parametrul de încărcare externă reprezintă cantitatea de agent nociv la care este expus organismul pe unitatea de timp (numărul de ore lucrate săptămânal). În cazul pulberilor, acest parametru se bazează pe determinarea concentraţiei medii ponderate cu timpul. Parametrul de încărcare externă se compară cu limita de expunere. Evaluarea expunerii profesionale la pulberi într-un mod reprezentativ este necesară pentru obţinerea de informaţii privind concentraţia şi proprietăţile pulberilor existente în aerul unui loc de muncă dat, într-o perioadă de timp determinată, în vederea luării de măsuri adecvate pentru reducerea riscului de îmbolnăvire al muncitorilor. Evaluarea expunerii profesionale este dificil de realizat dată fiind variabilitatea mare a proceselor tehnologice generatoare de pulberi şi a tipurilor de pulberi care rezultă din aceste procese tehnologice. Rezultă, astfel că variabilitatea condiţiilor de expunere este foarte mare. În acest context complex, strategia de prelevare a pulberilor din aerul locurilor de muncă este responsabilă pentru reprezentativitatea rezultatelor. De aceea, amplasamentul, momentul şi durata prelevării unei probe precum şi echipamentul de prelevare sunt elemente decisive pentru a garanta calitatea evaluării.

88


V.2. Determinarea gravimetrica a pulberilor inhalabile şi respirabile

1. Domeniul de aplicare Prezenta metodă se referă la determinarea gravimetrică a pulberilor – fracţiune inhalabilă şi respirabilă din atmosfera locurilor de muncă. Metoda se aplică atât în cazul prelevării individuale a probelor de aer cât şi în cazul prelevării la punct fix. Domeniul de aplicare a metodei poate fi extins la toate particulele specifice de pulberi (metalice, fum, praf de siliciu liber, etc), pentru a căror analiză este necesară determinarea gravimetrică. 2. Referinţe normative o SR ISO 5725 - 1 - 1997, Exactitatea (justeţea şi fidelitatea) metodelor de măsurare a rezultatelor masurarilor o SR EN 481: 2003 – Atmosfera Locului de muncă – Definirea fracţiunilor dimensionale pentru măsurarea particulelor în suspensie din aer o SR EN 482: 2010 – Atmosfera Locului de muncă – Cerinţe generale pentru performanţa instrucţiunilor de măsurare a agenţilor chimici o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera Locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR ISO 7708: 2000 – Calitatea Aerului – Definiţiile fracţiunilor dimensionale ale particulelor pentru prelevarea legată de sănătate o SR EN 689: 2003 – Atmosfera Locului de muncă – Ghid pentru evaluarea expunerii la agenţi chimici pentru compararea cu valori limită şi strategia de măsurare o SR EN 13205:2001 - ATMOSFERA LOCULUI DE MUNCĂ- Evaluarea performanţei instrumentelor pentru măsurarea concentraţiei de particule din aer o Metode determinare a poluanţilor din aer -1984 3. Principiul metodei Aspirarea unui volum cunoscut de aer printr-un filtru. Prin cântărirea filtrului înainte şi după filtrarea unui volum de aer se poate calcula cantitatea de pulberi aflate în suspensie în volumul de aer filtrat. 4. Reactivi şi materiale o Apă bidistilată

89


o Filtre de membrană din esteri ai celulozei (MCE) de porozitate 0,8µm

şi cu diametrul 25mm

o Filtre din fibră de sticlă cu diametrul 25mm 5. Aparatura Echipamente de prelevare o Pompă portabilă de prelevare, conform cu cerinţele formulate în SR EN 1232: 2002 debitul trebuie menţinut cu o exactitate de ± 5 % o Rotametru –debitmetru extern o Prelevator tip IOM pentru prelevare pulberi- fracţiune înhalabilă o Prelevator tip ciclon Al şi tip ciclon Higgins-Dewell din plactic (HD) pentru prelevări de pulberi-fracţiune respirabilă o Casete port-filtru o Tub de legătură din plastic cu diametru potrivit, pentru a se realiza conexiunile între prelevator , pompa şi centura pentru ataşarea pompei de corpul angajatului. o Pensetă din material conductiv, cu vârf plat. o Echipamente analiză o Balanţă analitică cu un minim de sensibilitate de 0,01mg o Exsicator o Termometru o Higrometru 6. Prelevare Pregătirea echipamentului de prelevare

o Se curăţă prelevatoarelor înainte de utilizare. Se demontează părţile care vin în contact cu praful, se înmoaie in soluţie de detergent, se clătesc bine cu apă bidistilată şi se lasă să se usuce înainte de reasamblare.

o Calibrarea se face pentru întreg ansamblul de prelevare şi nu numai pentru pompă. Prin ansamblu de prelevare se înţelege succesiunea de dispozitive legate în serie: caseta de prelevare prevăzută cu filtru, tub de legătură şi pompa de aspiraţie. Procedura este următoarea: a. se alcătuieşte ansamblul de prelevare; b. se racordează prelevatorul la un debitmetru extern ( rotametru). Racordul de la prelevator la debitmetru va fi cât mai scurt pentru a nu introduce căderi de presiune ce pot afecta acurateţea măsurătorii.

90


c. se porneşte pompa şi se stabileşte valoarea debitului prin ajustarea butonului de reglaj al pompei şi citire pe debitmetrul extern; d. se detaşează ansamblul de prelevare, se înlocuieşte recoltorul cu unul identic şi se efectuează prelevarea; e. după prelevare, se înlocuieşte recoltorul utilizat la prelevare cu cel utilizat la calibrare şi se citeşte din nou valoarea debitului (debit post-prelevare). Valoarea sa nu trebuie să difere cu mai mult de ±5% faţă de cea stabilită iniţial. Dacă se constată acest lucru, pompa trebuie verificată şi se reface prelevarea. Notă: unele pompe sunt prevăzute cu rotametru. Acesta are rol de apreciere calitativă a functionării pompei şi nu se utilizează la calibrarea debitului de prelevare. Prelevarea propriu-zisă o Debitul de prelevare al probelor depinde de prelevatorul utilizat pentru fiecare fracţiune în parte. Pentru colectarea pulberi inhalabile se va folosi un prelevator tip IOM cu debitul de recoltare de 2 l/min, iar pentru recoltarea pulberilor respirabile se vor folosi: prelevator –tip ciclon AL cu un debit de 2,5 l/min şi prelevator ciclon tip Higgins-Dewell cu un debit de 2,2 l/min. o Timpul de prelevare variază in funcţie de puterea de poluare a sursei, pentru a se evita supraincărcarea filtrului cu praf (este recomandabil a nu se realiza o încărcare peste 2 mg praf total/filtru). o Se vor preleva un număr de probe/schimb de lucru astfel încât să se acopere întreaga durată a schimbului de lucru. o Volumul de aer care este recomandat pentru o probă de pulberi inhalabile este de minim 100 litri aer şi pentru pulberi respirabile de 200 litri. o În vederea prelevării probelor de aer, caseta cu filtru se montează în prelevator, într-un spaţiu foarte curat, pentru a evita impurificarea şi se vor lua măsuri în timpul transportului în scopul evitării impurificării.

o Pentru prelevarea corectă a probelor, pompa se aşează în spatele lucrătorului în dreptul taliei prin fixare de o curea, astfel încât prelevatorul să fie în dreptul zonei de respiraţie, la aproximativ 30cm (la nivelul reverului).

o În cazul prelevării la punct fix, se poziţionează prelevatorul la locul de muncă unde se doreşte a se efectua prelevarea.

91


o Se porneşte pompa şi se începe colectarea probei. Se urmăreşte periodic, dacă pompa funcţionează corect în timpul de prelevare a probelor. În cazul în care sunt unele anomalii se recalibrează pompă şi se anulează proba.

o În timpul prelevării se verifică periodic gradul de încărcare al filtrului pentru evitarea colmatării sau supraincărcării acestuia. Dacă se constată colmatarea sau supraincărcarea filtrului se opreşte prelevarea şi se montează un alt filtru, după care se continuă prelevarea.

o Pentru a determina dacă s-a produs o contaminare a probelor în timpul prelevării sau manevrării filtrelor, pentru fiecare serie de 1-10 probe se vor prepara doua filtre martor: acestea vor fi montate în casete de filtru, vor fi transportate în teren, dar nu se va aspira aer prin ele. Când se prelevează peste 20 de probe, numărul de filtre martor trebuie să reprezinte 10% din numărul probelor.

o Se opreşte pompa de prelevare după timpul (prestabilit), se scoate caseta cu filtru, se pune capacul de protecţie şi se codifică. Transport şi depozitare Este recomandat ca transportul filtrelor să se facă în caseta în care acestea au fost prelevate, având grijă ca faţa pe care s-au reţinut particulele să fie orientată în sus. Când acest lucru nu este posibil, filtrele se vor extrage cu grijă din caseta în care au fost prelevate, cu ajutorul unei pensete şi se vor pune într-o alta casetă de transport codificată. 7. Mod de lucru o Înainte de recoltarea probelor, filtrele se condiţionează timp de 24 de ore într-un exsicator.

o După cântărirea iniţială filtrele se pun în casetele port-filtru, care se închid cu capace de protecţie pentru prevenirea contaminării accidentale şi se codifică. În cazul folosirii prelevatorului IOM, filtrul se cântăreşte cu tot cu caseta, înainte şi după recoltare.

o Filtrele se cântăresc la balanţa analitică cu o precizie de 0,01mg. o După prelevare, filtrele recoltate se transportă în laborator unde se

pun în exsicator timp de 24 ore, după care se cântăresc la aceeaşi balanţă la care s-a efectuat cântărirea iniţială.

o Înainte de fiecare cântărire se asigură că balanţa este la zero şi se face reglarea ei dacă este necesar.

o Balanţa se calibrează cu o greutate etalon- clasa M.

92


o În camera unde se efectuează cântărirea la balanţa analitică, temperatura şi umiditatea relativă trebuie monitorizată, şi menţinute

constante la valorile 20 1C şi 50 5 %. Notă: Este necesar ca ambele cântăriri ale filtrului să fie realizate pe aceeaşi balanţă, de către aceeaşi persoană şi în aceleaşi condiţii de mediu. 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul concentraţiei Concentraţia de pulberi se calculează cu următoarea formulă:

tq

bbmmmmgc

1000)()()/( 12123

(1) unde: m1 – masa filtrului înainte de prelevare, în mg m2 – masa filtrului după prelevare,în mg b1 – masa filtrului martor înainte de prelevare, în mg b2 – masa filtrului martor după prelevare, în mg q – debitul pompei in L/minut t – durata prelevării, în minute Dacă s-au efectuat mai multe prelevări pentru aceeaşi post de muncă se calculează concentraţia medie ponderată cu timpul din mai multe rezultate parţiale cu următoarea formulă:

n

nn

ttt

tctctcmmgc

...

...)/(

21

22113

(2)

unde: c1, c2, ..., cn sunt rezultatele parţiale t1, t2, ..., tn sunt duratele de expunere corespunzătoare concentraţiilor c1, c2, ..., cn

o Performantele metodei - Sensibilitatea metodei de 0,01 mg.

93


- Limită de detecţie depinde de balanţa analitică si poate fi estimată la 0,2 mg praf. - Domeniul de lucru pentru pulberi inhalabile este de la 1 - 20mg/mc pentru 100 litri aer, iar pentru pulberi respirabile intre 0,5 - 10mg/mc pentru 200 l aer. 9. Raport de analiză Raportul de analiza trebuie sa conţină următoarele indicaţii: - numele si adresa unităţii unde s-au efectuat măsurătorile; - scopul procedurii de măsurare; - locul de muncă; - tipul de prelevare (individuala sau la punct fix) si identitatea persoanei din a cărei zone respiratorie a fost prelevat aerul (pentru o prelevare individuala) sau amplasarea punctului de prelevare (pentru o prelevare la punct fix); - metoda de analiza utilizata; - tipul pompei utilizate pentru prelevare si identificarea acesteia (seria); - momentul prelevării: ora de începere, terminare si durata de prelevare; - debitul utilizat, exprimat în litri/minut; - volumul de aer prelevat la temperatura mediului ambiant, în litri; - orice interferenta cunoscuta si/sau evenimentele sau factorii susceptibili a influenta apreciabil rezultatele;

- descrierea conditiilor de munca, inclusiv conditiile de lucru din timpul masuratorilor;

- concentratiile expunerii profesionale (concentratii medii ponderate în functie de timp, exprimate în mg/m3 de aer);

- rezultatul compararii concentratiilor masurate cu valoarea limita; - numele analistului; - data analizei

10. Bibliografie o NIOSH. Nuisance dust, total. Manual of Analytical methods 3rd Ed. ,

Vol. 1, Method 0500 (1984). o NIOSH. Nuisance dust, respirable. Manual of Analytical Methods. 3rd

Ed. Vol. 1, Method 0600 (1984).

94


o Health and Safety Executive General methods for sampling and gravimetric analysis of respirable and total inhalable dust MDHS 14/2 HSE Books 1977 ISBN 0 7176 1295 3

o Health and Safety Executive Methods for the Determination of Hazardous Substances MDHS Series HSE Books

o NF X 43-259 Qualité de l´air - Air des lieux de travail - Prélèvement individuel ou à poste fixe de la fraction alvéolaire de la pollution particulaire - Méthode de séparation par cyclone. (1)

o MDHS 14/3General methods for sampling and gravimetric analysis of respirable and inhalable dust, february 2000

o Evaluarea expunerii profesionale la pulberi- ghid practic –Rodica Stănescu Dumitru, Ruxandra Carmen Artenie, Mircea Tat, 2002

o Determination of respirable and total inhalable dust in air-gravimetric method, MTA/MA-014/R88

o Echantillonnage des aerosols –Generalites- fiche HI , 15/03/2001 o Concentration ponderale d`un aerosol, fiche 002/V01/02,

18/05/2009

Verificată în Laboratorul Sănătate Ocupaţională – CRSP TIMIŞOARA

V.3. Determinarea gravimetrica a pulberilor toracice (Cadrul legislativ în România nu prevede încă valoarea limită pentru expunerea la pulberi- fracţiunea toracică). 1. Domeniul de aplicare Prezenta metodă se referă la determinarea gravimetrică a pulberilor – fracţiune toracică din atmosfera locului de muncă. 2. Referinte normative o SR ISO 5725 - 1 - 1997, Exactitatea (justetea si fidelitatea) metodelor de masurare si a rezultatelor masurarilor o SR EN 481: 2003 – Atmosfera Locului de muncă – Definirea fracţiunilor dimensionale pentru măsurarea particulelor în suspensie din aer

95


o SR EN 482: 2010 – Atmosfera Locului de muncă – Cerinţe generale pentru performanţa instrucţiunilor de măsurare a agenţilor chimici o SR EN 1232: 2002 – Atmosfera Locului de muncă – Pompe pentru prelevarea individuală a agenţilor chimici. Cerinţe şi metode de încercare. o SR ISO 7708: 2000 – Calitatea Aerului – Definiţiile fracţiunilor dimensionale ale particulelor pentru prelevarea legată de sănătate o SR EN 689: 2003 – Atmosfera Locului de muncă – Ghid pentru evaluarea expunerii la agenţi chimici pentru compararea cu valori limită şi strategia de măsurare o SR EN 13205:2001 - ATMOSFERA LOCULUI DE MUNCĂ- Evaluarea performanţei instrumentelor pentru măsurarea concentraţiei de particule din aer o Metode determinare a poluanţilor din aer -1984 3. Principiul metodei Aspirarea unui volum cunoscut de aer printr-un filtru. Prin cântărirea filtrului înainte şi după filtrarea unui volum de aer se poate calcula cantitatea de pulberi aflate în suspensie in volumul de aer filtrat. 4. Reactivi şi materiale o Apă bidistilată o Filtre de membrană din esteri ai celulozei (MCE) de porozitate 0,8µm

si cu diametrul 25mm şi 37mm

o Filtre din fibră de sticlă cu diametrul 25mm şi37mm 5. Aparatura Echipamente de prelevare o Pompă portabilă de prelevare, conform cu cerinţele formulate în SR EN 1232: 2002 debitul trebuie menţinut cu o exactitate de ± 5 % o Rotametru –debitmetru extern o Prelevator tip GK2.69 care include ca preselector un ciclon o Prelevator tip CIP10-T care include ca preselector un ciclon o Casete port-filtru o Tub de legătură din plastic cu diametru potrivit, pentru a se realiza conexiunile intre prelevator, pompa şi centura pentru ataşarea pompei de corpul angajatului. Pensetă din material conductiv, cu vârf plat.

96


Echipamente analiză o Balanţă analitică cu un minim de sensibilitate de 0,01mg o Exsicator o Termometru o Higrometru 6. Prelevare Pregătirea echipamentului de prelevare o Se curăţă prelevatoarelor înainte de utilizare. Se demontează părţile care vin în contact cu praful, se înmoaie in soluţie de detergent, se clătesc bine cu apă bidistilată şi se lasă să se usuce înainte de reasamblare. o Calibrarea se face pentru întreg ansamblul de prelevare si nu numai pentru pompa. Prin ansamblu de prelevare se înţelege succesiunea de dispozitive legate în serie: caseta de prelevare prevăzută cu filtru, tub de legătura si pompa de aspiraţie. Procedura este următoarea: a. se alcătuieşte ansamblul de prelevare; b. se racordează prelevatorul la un debitmetru extern ( rotametru). Racordul de la prelevator la debitmetru va fi cat mai scurt pentru a nu introduce căderi de presiune ce pot afecta acurateţea măsurătorii. c. se porneşte pompa si se stabileşte valoarea debitului prin ajustarea butonului de reglaj al pompei şi citire pe debitmetrul extern; d. se detaşează ansamblul de prelevare, se înlocuieşte recoltorul cu unul identic si se efectuează prelevarea; e. dupa prelevare, se înlocuieşte recoltorul utilizat la prelevare cu cel utilizat la calibrare şi se citeste din nou valoarea debitului (debit post-prelevare). Valoarea sa nu trebuie sa difere cu mai mult de ±5% faţă de cea stabilita iniţial. Dacă se constată acest lucru, pompa trebuie verificata si se reface prelevarea. Notă:unele pompe sunt prevăzute cu rotametru. Acesta are rol de apreciere calitativă a functionării pompei şi nu se utilizează la calibrarea debitului de prelevare. Prelevarea propriu-zisă o Debitul de prelevare al probelor depinde de prelevatorul utiliza.. Pentru colectarea pulberi –fracţiune toracica se va folosi un prelevator tip GK2.69 cu debitul de recoltare de 1,6 L/min si un prelevator tip CIP10-T cu un debit de 7 L/min

97


o Timpul de prelevare variază in funcţie de puterea de poluare a sursei, pentru a se evita supraincarcarea filtrului cu praf (este recomandabil a nu se realiza o incărcare peste 2 mg praf total/filtru).

o Se vor preleva un număr de probe/schimb de lucru astfel incât sa se acopere intreaga durata a schimbului de lucru.

o In vederea prelevării probelor de aer, caseta cu filtru se montează in prelevator, intr-un spaţiu foarte curat, pentru a evita impurificarea şi se vor lua masuri in timpul transportului in scopul evitării impurificării.

o Pentru prelevarea corectă a probelor, pompa se aşează în spatele lucrătorului în dreptul taliei prin fixare de o curea, astfel încât prelevatorul să fie în dreptul zonei de respiraţie, la aproximativ 30cm (la nivelul reverului).

o Se porneşte pompa şi se începe colectarea probei. Se urmăreşte periodic, dacă pompa funcţionează corect în timpul de prelevare a probelor. In cazul in care sunt unele anomalii se recalibrează pompă şi se anulează proba.

o In timpul prelevării se verifică periodic gradul de încărcare al filtrului pentru evitarea colmatării sau supraincărcării acestuia. Dacă se constată colmatarea sau supraincărcarea filtrului se opreşte prelevarea şi se montează un alt filtru, după care se continuă prelevarea.

o Pentru a determina daca s-a produs o contaminare a probelor in timpul prelevării sau manevrării filtrelor, pentru fiecare serie de 1-10 probe se vor prepara doua filtre martor: acestea vor fi montate in casete de filtru, vor fi transportate in teren, dar nu se va aspira aer prin ele. Când se preleveaza peste 20 de probe, numarul de filtre martor trebuie sa reprezinte 10% din numarul probelor.

o Se opreşte pompa de prelevare după timpul (prestabilit), se scoate caseta cu filtru, se pune capacul de protecţie şi se codifică. Transport şi depozitare Este recomandat ca transportul filtrelor sa se facă in caseta in care acestea au fost prelevate, având grijă ca faţa pe care s-au reţinut particulele sa fie orientată in sus. Când acest lucru nu este posibil, filtrele se vor extrage cu grijă din caseta in care au fost prelevate, cu ajutorul unei pensete si se vor pune intr-o alta caseta de transport codificată.

98


7. Mod de lucru o Înainte de recoltarea probelor, filtrele se condiţionează timp de 24

de ore intr-un exsicator. o După cântărirea iniţială filtrele se pun în casetele port-filtru , care se

închid cu capace de protecţie pentru prevenirea contaminării accidentale şi se codifică.

o Filtrele se cântăresc la balanţa analitică cu o precizie de 0,01mg. o După prelevare, filtrele recoltate se transportă în laborator unde se

pun în exsicator timp de 24 ore, după care se cântăresc la aceeaşi balanţă la care s-a efectuat cântărirea iniţială.

o Înainte de fiecare cântărire se asigură că balanţa este la zero şi se face reglarea ei dacă este necesar.

o Balanţa se calibrează cu o greutate etalon- clasa M. o În camera unde se efectuează cântărirea la balanţa analitică,

temperatura şi umiditatea relativă trebuie monitorizată, şi menţinute

constante la valorile 20 1C şi 50 5 %. Notă: Este necesar ca ambele cântăriri ale filtrului să fie realizate pe aceeaşi balanţă, de către aceeaşi persoană şi în aceleaşi condiţii de mediu. 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul concentraţiei Concentraţia de pulberi se calculează cu următoarea formulă:

tq

bbmmmmgc

1000)()()/( 12123

(1)

unde: m1 – masa filtrului înainte de prelevare, în mg m2 – masa filtrului după prelevare,în mg b1 – masa filtrului martor înainte de prelevare, în mg b2 – masa filtrului martor după prelevare, în mg q – debitul pompei in L/minut t – durata prelevării, în minute Dacă s-au efectuat mai multe prelevări pentru aceeaşi post de muncă se calculează concentraţia medie ponderată cu

99


timpul din mai multe rezultate parţiale cu următoarea formulă:

n

nn

ttt

tctctcmmgc

...

...)/(

21

22113

(2)

unde: c1, c2, ..., cn sunt rezultatele parţiale t1, t2, ..., tn sunt duratele de expunere corespunzătoare concentraţiilor c1, c2, ..., cn

o Performantele metodei Sensibilitatea metodei de 0,01 mg. 9. Raport de analiză Raportul de analiza trebuie sa conţină următoarele indicaţii: - numele si adresa unităţii unde s-au efectuat măsurătorile; - scopul procedurii de măsurare; - locul de muncă; - tipul de prelevare (individuala sau la punct fix) si identitatea persoanei din a cărei zone respiratorie a fost prelevat aerul (pentru o prelevare individuala) sau amplasarea punctului de prelevare (pentru o prelevare la punct fix); - metoda de analiza utilizata; - tipul pompei utilizate pentru prelevare si identificarea acesteia (seria); - momentul prelevării: ora de începere, terminare si durata de prelevare; - debitul utilizat, exprimat în litri/minut; - volumul de aer prelevat la temperatura mediului ambiant, în litri; - orice interferenta cunoscuta si/sau evenimentele sau factorii susceptibili a influenta apreciabil rezultatele; - descrierea conditiilor de munca, inclusiv conditiile de lucru din timpul masuratorilor; - concentratiile expunerii profesionale (concentratii medii ponderate în functie de timp, exprimate în mg/m3 de aer);

100


- rezultatul compararii concentratiilor masurate cu valoarea limita; - numele analistului; - data analizei 10. Bibliografie o Health and Safety Executive Methods for the Determination of Hazardous Substances MDHS Series HSE Books o NF X 43-259 Qualité de láir - Air des lieux de travail - Prélèvement individuel ou à poste fixe de la fraction alvéolaire de la pollution particulaire - Méthode de séparation par cyclone. (1) o Echantillonnage individuel dùn aerosol par làppareil CIP 10, fiche H4 25,10/2002 o Evaluarea expunerii profesionale la pulberi- ghid practic –Rodica Stănescu Dumitru, Ruxandra Carmen Artenie, Mircea Tat, 2002 o Echantillonnage des aerosols –Generalites- fiche HI , 15/03/2001

VI.METODE ANALITICE DE DETERMINARE A UNOR INDICATORI BIOTOXICOLOGICI

VI.1. Determinarea acetonuriei

1. Domeniul de aplicare Această metodă se utilizează pentru determinarea acetonei în urina muncitorilor expuşi profesional la acetonă. 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în “Metode de investigare în domeniul medicinii muncii” M.S. 1978. 3. Principiu Acetona da cu aldehida salicilică, în mediu alcalin, un produs de condensare galben portocaliu colorimetrabil. 4. Reactivi şi materiale o Bisulfit de sodiu, solutie 0,5% (se prepara la întrebuinţare); o Hidroxid de potasiu, soluţie 64%; o Aldehida salicilica, soluţie 10% în alcool etilic 96% (se prepară la întrebuinţare);

101


o Acid sulfuric d=1,84, diluat 1:10 (in volume); o Standard stoc: se face prin cântărire o soluţie de acetonă în bisulfit de sodiu, de ordinul a 1 mg acetonă pe mililitru (sunt suficiente 2 – 3 picături de acetonă). Standard de lucru: se diluează cu apa standardul stoc pentru a se obţine o soluţie cu 10 µg acetonă/mL. o Celule de difuzie; o Baloane cotate; o Eprubete gradate; o Pipete gradate; o Pipete automate reglabile. 5. Aparatura Echipament de prelevare o Recipiente pentru recoltarea urinii. Aparatura analitica o Balanţa analitică; o Spectrofotometru UV/VIS; o Cuvete de sticlă; o Baie de apă; o Etuva; 6. Prelevare Mod de prelevare Determinarea se efectuează pe urina, recoltată în timpul lucrului sau la scurt timp după expunere. Transport şi conservare Probele se transportă în cel mai scurt timp la laborator, pe perioada transportului probele trebuie să fie închise etanş, pot fi conservate pentru o perioadă scurta de timp la 2-8ºC, se evită procesul de congelare – decongelare a probei. 7. Mod de lucru Difuziunea este realizată în celule de difuzie. În compartimentul central al celulei se pune 1 mL soluţie de bisulfit de sodiu (4.1.) iar în cel periferic se pipetează succesiv: 1 mL urina, 5 mL apă şi 1 mL acid sulfuric (4.4.). Se ţin celulele 60 minute la etuva la 60ºC. Într-o eprubetă gradată se reia cantitativ conţinutul compartimentului central spălând cu porţiuni mici de soluţie de bisulfit de sodiu. Se aduce volumul la 6 mL.

102


Se pipetează într-o eprubeta 3 mL (corespunzator ½ probă) se adaugă 2 mL hidroxid de potasiu (4.2.) şi 1 mL aldehida salicilica (4.3.). Se amestecă şi se ţine 20 minute în baie de apa la 50ºC. Se răceşte şi se măsoară extincţia la 455 nm în cuveta de 1 cm, în compensaţie având un blanc al reactivilor fără conţinut de acetonă. o Calculul concentratiei Se face utilizând curba de etalonare.Se prepară cel puţin cinci soluţii standard de lucru, utilizând soluţia standard stoc de acetonă de 10 µg/mL. Acestea trebuie să acopere domeniul de concentraţie cuprins între 5 – 25 µg. Soluţiile standard de lucru şi blancul se prelucrează urmărind aceleaşi etape, ca şi probele (pct.7). 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul Concentraţia acetonei în urină se calculează pe baza curbei de etalonare. o Selectivitate La aceeaşi lungime de undă pot interfera alte cetone. o Limita de deteţie şi intervalul de lucru Limita de detecţie analitică este de aprox. 0.3 µg/ probă. Intervalul de lucru: 1 – 150 µg acetonă / probă. 9. Bibliografie o Metode de investigare în domeniul medicinii muncii 1978. o Elkins H. “The Chemistry of Industrial Toxicology”, New York, 1959 Metoda verificata în cadrul Laboratorului de Toxicopatologie şi Medicina

Muncii CRSP Bucuresti

VI.2. Determinarea tioeterilor urinari 1. Domeniul de aplicare Această metodă se utilizează pentru determinarea tioeterilor în urina muncitorilor expuşi profesional la substanţe electrofile. 2. Referinţe normative

103


La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în “The applicability of the measurement of urinary thioethers – Aringer L., Lof A., Elinder C.G.” 1991 3. Principiu Tioeterii urinari sunt hidrolizaţi la gruparile –SH care reacţioneză cu Reactivul Ellman rezultând un compus slab gălbui spectrofotometrabil. 4. Reactivi şi materiale o N-acetil-L-cisteina sol. 1mM; o Tompon fosfat 0,6M, pH 7,1. Se prepară prin adăugarea de 110ml acid fosforic 0,6M la 890ml fosfat disodic 0,6M, sub control pH-metric; o Citrat de sodiu 1%; o Acetat de etil; o Reactiv Ellman: 5,5’ditiobis-(2-nitrobenzoic acid), DTNB. Se prepară prin dizolvarea a 0,4g de DTNB într-un litru de citrat de sodiu 1%. (Reactivul este stabil o săptămână păstrat la întuneric); o Acid clorhidric 4M; o Acid clorhidric 4M în tampon fosfat 0,4M pH 7,1 (preparat prin adaugare de HCl la tampon fosfat 0,6M) ; o Ac id ascorbic 2mM; o Hidroxid de sodiu 4M; o Pipete automate reglabile, baloane cotate, eprubete gradate, sticluţe brune de 5ml, pâlnii de separare. 5. Aparatura Echipament de prelevare o Recipiente pentru recoltarea urinii. Aparatura analitică o Balanţa analitică; o Spectrofotometru UV/VIS; o Cuvete de sticlă; o Baie de apă; o Etuva; o Butelie de azot. 6. Prelevare Mod de prelevare Determinarea se efectuează pe urină, recoltată la sfârşitul schimbului de lucru.

104


Transport şi conservare Probele se transportă în cel mai scurt timp la laborator, pe perioada transportului probele trebuie să fie închise etanş, pot fi conservate pentru o perioadă scurtă de timp la -20ºC, se evită procesul de congelare – decongelare a probei. 7. Mod de lucru Urina decongelată se centrifughează la 3000 x g timp de 10 minute. Se ia în lucru un alicot de 5ml de supernatant de urină care se pipetează într-o pâlnie de separare, se ajustează pH-ul la 1,6 – 1,9 cu HCl 4M şi se adaugă 8 ml acetat de etil. Pâlniile se agită puternic timp de 10 min.După separarea stratului organic într-o capsulă, se repetă procedeul de extracţie a stratului apos cu încă 8 ml de acetat de etil. Extractele de acetat se evaporă la sec folosind un evaporator rotativ sau pe baie de apă. Reziduul rezultat este dizolvat în 2ml acid abscorbic 2mM. Pentru hidroliză se ia 1 ml soluţie de extract care se transferă în sticluţe de culoare închisă şi se amestecă cu 0,5ml NaOH 4M. Aerul din sticluţă este înlocuit cu azot prin trecerea unui curent din acest gaz. Sticluţele bine închise sunt ţinute la 1000C timp de 60min. Ulterior probele sunt răcite timp de 15 min şi sunt neutralizate cu 0,5ml acid clorhidric 4M în tampon fosfat. Un alicot de 0,5ml din soluţia rezultată este transferată într-o altă sticluţă în care se introduc 0,3ml reactiv Ellman şi 2ml tampon fosfat 0,6M. Probele rezultate sunt ţinute la întuneric timp de 30min şi se citesc absorbantele la spectrofotometru la 412nm. 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul Concentraţia de tioeteri în urină se calculează pe baza curbei de etalonare. Curba de etalonare se realizează cu N-acetil-L-cisteina de concentraţii cuprinse între 0,1 – 0,5mM. Pentru fiecare probă de urină se determină şi creatinina prin reacţia Jaffe. Concentraţiile de tioeteri se exprimă în mmol/mol creatinină. o Selectivitate Metoda nu este specifică, rezultatele pot fi influenţate de alţi factori exogeni cum ar fi: fumatul, unele alimente ce conţin sulf sau unele medicamente. o Reproductibilitatea metodei, intervalul de lucru, limita de detecţie

105


Coeficientul de variabilitate între determinările efectuate în zile diferite este de 10,53% iar, pentru cele din aceeaşi zi de 3,59%. Intervalul de lucru: 0,1 – 0,5mM N-acetil-L-cisteină. Limita de detecţie: 0,029mM N-acetil-L-cisteină. 9. Bibliografie o Aringer L., Lof A., Elinder C.G The applicability of the measurement of urinary thioethers – Int. Arch. Occup. Environ Health 1991,63: 341 - 346 o Burgaz S., Bayhan A., Karakaya A.E. – Thioether excretion of workers exposed to bitumen fumes. - Int. Arch. Occup. Environ Health 1988, 60: 347 – 349 o Antero A. M.D. – Biological monitoring today and tomorow. – Scand. J. Work Environ. Health 1994, 20 special issue: 46 – 58

Metodă adaptată în cadrul Laboratorului de Toxicopatologie şi

Medicina Muncii CRSP Bucuresti VI.3. Determinarea cromului în urină prin GF- AAS 1. Domeniul de aplicare Cromul este între primele douăzeci dintre cele mai abundente elemente în scoarţa terestră şi este larg răspândit în mediul înconjurător. Niciodată nu se găseşte în stare metalică şi foarte rar în stare hexavalentă, cel mai larg răspândit fiind în stare trivalentă ca oxid în combinaţie cu oxizii altor metale. Apa şi aerul conţin în mod frecvent urme de crom. Media cantităţii de crom ingerate zilnic de adulţi a fost determinată şi este de aproximativ 25µg. Indicatorii propuşi pentru monitorizarea biologică a muncitorilor expuşi la crom(VI) sunt: concentraţia de crom în urină(cea mai importantă) şi eritrocite(se poate determina şi cromul în firele de păr, dar rezultatele sunt dificil de interpretat). Ionii de crom trivalenţi sunt rapid eliminaţi din sânge. Ionii de crom hexavalenţi sunt reţinuţi mai mult timp datorită pătrunderii în celulele roşii ale sângelui. Urmează eliminarea din sânge, cromul fiind excretat în principal în urină.

106


2. Referinţe normative WHO Guidelines -Biological monitoring of chemical exposure in the workplace- volumul I, 1996 3. Principiul metodei Cromul în urină este determinat prin spectrometrie de absorbţie atomică cu cuptor de grafit (GF-AAS) cu corectarea fundalului. Probele pot fi analizate folosind metoda cu standard extern sau metoda ce utilizează standard intern. Pascal şi Baily considera că efectul matriceal nu este destul de semnificativ astfel încât să influenţeze rezultatul final şi prefera calibrarea folosind standarde apoase. Probele de urină se diluează cu HNO3 conc. (la 10ml de urină se adaugă 0.1 ml de acid), iar măsurarea absorbantei se face cu ajutorul efectului Zeeman. Proba de urină diluată este analizată direct, fără un tratament suplimentar. Interferenţa cu matricea biologică poate fi uşor eliminată prin folosirea corecţiei “backgroundului”(cu lampa de cuart cu halogen sau compensarea Zeeman) şi procedeul cu standard extern. 4. Reactivi şi aparatura Trebuie folosiţi doar reactivi cu grad mare de puritate: o HNO3, conc.; HNO3 1% (v/v) o standard calibrare: 1g/l; o sol de lucru 20µg/l o Mg(NO3) x 6 H2O sol. 0.1% în apa - modificator chimic o Sticlărie de laborator uzuală. Aparatele necesare sunt: o Spectrometru de absorbţie atomică cu corectarea fundalului (efect Zeeman sau lampa de cuart cu halogen); o cuptor de grafit; o lampa catodica specifica pentru crom; o tub de grafit; o înveliş pirolitic. 5. Prelevarea probelor Probele de urină trebuie recoltate la sfârşitul schimbului de lucru, iar subiectul trebuie să fie expus cel puţin 2 ore pentru ca rezultatul să fie semnifivativ pentru un schimb întreg. Probele trebuie să fie recoltate după ce muncitorii şi-au schimbat hainele, pentru a diminua contaminarea

107


probelor. Urina trebuie să fie recoltată în recipiente din polietilenă şi polipropilenă în soluţii diluate de acid(se spală o data cu HNO3 1mol/L şi apoi cu apă ultrapură de două ori, după care se usucă). 6. Conservare, transport şi depozitare Probele de urină ar trebui analizate cât mai curând posibil dupţă colectare. Este recomandată acidularea probelor cu HNO3 sau CH3COOH. Conservanţilor folosiţi pentru stabilizarea urinii trebuie să li se verifice conţinutul de crom înainte de utilizare. În cazul în care se supun analizei în timp de 14 zile, probele pot fi refrigerate, altfel ele trebuie congelate. Odata decongelate probele trebuie lucrate deoarece o noua congelare presupune modificarea proprietăţilor probei. 7. Procedeul de lucru Probele de urină se aciduleaza ( la 10ml urină se adaugă 0.1 ml acid azotic conc. ) Se prepară soluţia standard de lucru de conc. 20µg/l . Se pun în locurile corespunzătoare blancul (HNO3 1%), soluţia standard , modificatorul chimic şi probele de urină. Spectrometru de absorbţie atomică: Lungimea de undă - 357,9nm Corectarea fundalului - compensarea Zeeman sau lampa de cuart cu halogen Determinarea analitică - determinarea înălţimii picului Cuptor de grafit Gaz inert - argon Volumul injectat - 20μL Programul temperatură- timp în cazul cuptorului de grafit depinde de tipul aparatului şi sunt în meniul acestuia

Etapa Temperatura 0 C Timp rampa (s ) Timp retinere (s )

Uscare 90 5 10

Uscare 120 10 10

Piroliza 1500 5 20

Atomizare 2500 0 5

Curatire 2600 1 3

Racire 20 3 5

108


8. Criterii analitice de baza Limita de detecţie este de aproximativ 0,1µg/L (2 nmol/L); Capacitatea de recuperare a metodei este de 96%; 9. Surse de posibile erori O atenţie deosebită trebuie acordate pericolului contaminării cu factori exogeni.Din acest motiv se recomandă curăţarea foarte strictă a tuturor recipientelor, eprubetelor şi a sticlăriei folosite. Substanţele chimice folosite trebuie să fie de înaltă puritate; blancurile reactivilor trebuie să fie măsurate pentru fiecare set de probe.Blancurile probelor din apa pură trebuie să fie stocate în containere speciale. 10. Alte metode analitice Alte metode pentru determinarea cromului în materiale biologice sunt: o chemiluminescenta o spectrometrie de absorbţie atomică combinată cu plasma cuplată inductiv. 11. Interferenţe neanalitice Solubilitate, valenţa şi forma fizică (fum, praf, ceata) a cromului determină absorţia, distribuţia, şi eliminarea cromului din corp. Deci, muncitorii ce lucrează într-o largă varietate de domenii pot fi expuţi la concentraţii asemănătoare de compuşi cu crom, dar, datorită factorilor de mai sus vor excreta diferit cromul. Distribuţia şi eliminarea cinetică a cromului acumulat sunt afectate de durata expunerii într-o zi de lucru la fel ca şi de perioada cât au fost expusi. Determinarea concentraţiei de crom în urină la sfârşitul zilei de muncă pare să fie un bun indicator de expunere la compuşii solubili cu crom(VI); totuşi, ionii de crom(III) contribuie probabil cel puţin în aceeaşi măsură la nivelul cromului în urină. 12. Bibliografie o WHO Guidelines -Biological monitoring of chemical exposure in the workplace- volumul I, 1996 o Paschal DC, Bailey GG. Determination of chromium in urine with graphite furnance atomic absorbtion spectroscopy using Zeeman correction. Atomic Spectroscopy 1991;12:151-4. o Burguera J.L., Burguera M., Rondon C., Rodriguez L., Carrero P., - Determination of chromium in urine by electrothermal atomic absorption

109


spectrometry using different chemical modifiers, J. Anal. Atomic Spectrometry, 14, 821-825, 1999 Metodă adaptată şi verificată în cadrul Laboratorului de Toxicopatologie

şi Medicina Muncii CRSP Bucureşti

VI.4. Determinarea porfirinelor totale urinare 1. Domeniul de aplicare Metoda se utilizează ca indicator de expunere în intoxicaţiile cu plumb. 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a utilizat ca material de referinţă metoda “Determinarea cromatografic-spectrofotometrică a porfirinelor totale”, corespunzator tehnicii firmei FAR (Italia). 3. Principiul metodei Porfirinele se absorb pe raşina anionică conţinută în două coloane cromatografice. Uro- şi copro-porfirinele sunt luate împreună din prima coloană şi după spălarea cu tampon acetat se separă uro-porfirinele din a doua coloană. Porfirinele se determină cantitativ prin aplicarea formulei lui Allen. 4. Reactivi şi materiale o Acid hidrocloric, 3mol/l (Reactiv 1) o Tampon acetate, 5mol/l (Reactiv 2) o Carbonat de sodiu ,p.a o Acid acetic glacial. 5. Aparatura o Spectrofotometru cu selectarea exacta a lungimilor de undă necesare măsurării absorbantei porfirinelor (380nm, 400 – 407nm, 430nm). o Baie de apă. 6. Prelevarea probelor Se colectează urina din 24 ore şi se păstrează în spaţiu ferit de lumina(până la analiză). Se recomandă efectuarea analizei din urina proaspăt recoltată sau cel mult până la trei zile, dacă este condiţionată la pH 6 – 9.

110


7. Modul de lucru o Determinarea porfirinelor totale prin metoda cromatografic-spectrofotometrică. Se măsoară volumul de urină colectat în 24ore. Se face o soluţie de carbonat de sodiu 1% (în urină). Se păstrează proba, astfel pregătită la temperatura camerei, la lumină, 24 ore, înainte de analiza propriu-zisă. Proba astfel pregătită este stabilă o săptămână. Se corectează pH-ul urinar la pH = 5 cu acetid acetic şi se fierbe, 30 minute, pe baie de apă. o Analiza cromatografică Se rup capetele coloanelor cromatografice.Se lasă să se scurgă total lichidul conţinut. Pentru fiecare probă de urină sunt necesare două coloane cromatografice. Separarea consta în pipetarea în două coloane după modelul:

Coloana 1 (copro+uro)

Coloana 2

Urina 2,0 ml 2,0 ml Se îndepărtează eluatul

Reactiv 2 - 20,0 ml Se îndepărtează eluatul

Apa distilata 10,0 ml 2,0 ml Se îndepărtează eluatul

Fiecare coloană se aşează deasupra unor eprubete. Se pipetează în fiecare coloană câte 5,0ml Reactiv 1. Eluatul se colectează în eprubetă.Se pipetează încă câte 5,0ml Reactiv 1 şi se colectează eluatul. Eluatul final, corespunzător fiecarei coloane cromatografice trebuie să fie de 10,0ml. Se agită eprubetele înainte de măsurarea spectrofotometrică. Se citeşte densitatea optică a eluatelor (10ml) la 380nm şi maxime de absorbţie între 400 – 407nm şi la 430nm, faţă de Reactivul 1 (corecţia Allen). Observaţii: Datorită prezenţei reactivilor 1 şi 2, carbonatul de sodiu cu care s-a tratat urina poate produce CO2, care apare sub forma unor bule de gaz în interiorul coloanei. Acestea se pot elimina înclinând uşor coloana cromatografică.

111


8. Calculul şi exprimarea rezultatelor o Calculul şi exprimarea rezultatelor pentru metoda cromatografic-spectrofotometrică. Se calculează diferenţa între valorile absorbantei (DA) măsurate, aplicând formula:

DA = 2A(400 – 407nm) – [A(380nm) + A(430nm)]

unde A==valoarea absorbantei. Coloana 1 Porfirine totale (μg/l) = DA x 3857 μg porfirine totale/l x Volumul urinar/24h = μg porfirine totale/24h Coloana 2 Uroporfirine (μg/l) = DA x 4266 μg uroporfirine/l x Volumul urinar/24h = μg uroporfirine /24h coproporfirine (μg/l) = porfirine totale (μg/l) – uroporfirine (μg/l) μg coproporfirine/l x Volumul urinar/24h=μg coproporfirine/24h. o Valori de referinţă porfirine totale < 220 μg/24ore coproporfirine 35 – 150 μg/24ore uroporfirine 15 – 50 μg/24ore o Măsurarea Calculul şi exprimarea rezultatelor prin aplicarea metodei florimetrice. o Sensibilitatea metodei Spectrofotometric: 150 μg/l o Linearitatea metodei : până la 13 mg/l. 9. Observaţii În unele cazuri,eliminarea coproporfirinelor nu se poate face în totalitate, datorită caracteristicilor structurale, astfel încât o parte din acestea vor fi eluate împreună cu uroporfirinele. Metoda verificata in cadrul Laboratorului de Toxicopatologie şi Medicina

Muncii CRSP Bucureşti

112


VI.5. Determinarea acidului delta aminolevulinic (DAL) urinar 1. Domeniul de aplicare Metoda se utilizează ca indicator de expunere în intoxicaţiile cu plumb. În testele screening utilizate pentru evidenţierea intoxicaţiei cu plumb, la muncitorii expuşi profesional, se recomandă asocierea determinării acidului delta-aminolevulinic (DAL) cu porfobilinogenul (PBG) urinar. 2. Referinte normative La elaborarea metodei s-a utilizat ca material de referinţa metoda “Determinarea acidului delta aminolevulinic urinar” corespunzătoare tehnicii firmei FAR (Italia). 3. Principiul metodei Plumbul inhibă activitatea DAL, în biosinteza hemoglobinei, catalizând condensarea a două molecule de DAL cu formarea unei molecule de porhobilinogen (PBG). La sinteza hemoglobinei participă o mică cantitate de DAL, restul fiind eliminat urinar, creşterea acesteia peste nivelul normal fiind un indicativ de expunere la plumb. Determinarea DAL-ului, eliminând interferenţele date de PBG se face prin trecerea probei de urină printr-o coloană cromatografică cu rasina schimbătoare de ioni, anionică; eluatul obţinut se dozează cantitativ printr-o reacţie Ehrlich. 4. Reactivi şi materiale 4.1. Acetat de sodiu (Reactiv 1) 4.2. Acetilacetona (Reactiv 2) 4.3/A DMAB (predozat_ - (flacon) 4.3/B acid acetic 4.3/C acid percloric 4.4. Standard de acid delta aminolevulinic (0,2g/l) 4.5. Microcoloane cromatografice 5. Aparatura o Baie de apă (pentru 1000C) o Spectrofotometru sau filtru fotometric de 553nm (52o – 570nm). 6. Prelevare Se colectează urina din 24 ore ,peste care se adaugă acid clorhidric concentrat şi se corectează pH-ul urinii la 6.

113


Se agită bine, se măsoară volumul de urină şi se păstrează la temperaturi cuprinse între 2-80C. Acidul delta-aminolevulinic este stabil cel mult o lună, în urina colectată, cu condiţia de a fi păstrată la t=2-80C şi pH-urinar <6. Pregătirea reactivilor o Reactivul 3 (3/A + 3/B) Se dizolvă conţinutul flaconului de reactiv 3/A într-un flacon de reactiv 3/B şi se amestecă bine pânp la solubilizarea completă. Reactivul obţinut este stabil 6 luni, păstrat la temperaturi cuprinse între 2-80C. o Reactivul Ehrlich (3 + 3?C) Se adaugă 1,9ml de reactiv 3/C la 10ml Reactiv 3 şi se amestecă bine, până la obţinerea unei soluţii omogene. Soluţia obţinută este suficientă pentru 5 determinări. Dacă este necesar, se va prepara o cantitate mai mare. Fiecare microcoloană cromatografică necesită 2ml de reactiv. Stabilitate: 6 ore la temperatura camerei. 7. Mod de lucru o Analiza cromatografică Se desface microcoloana şi se rupe manual capătul prin care se elimină eluatul. Se lasă să se scurgă tot lichidul din interiorul coloanei. Se pipetează în coloană urmatoarele:

Apa distilată 10,0ml Se elimină conţinutul

Urina 1,0ml Se elimină conţinutul

Apa distilată 20,0ml Se elimină conţinutul

Se aşează microcoloana peste o eprubetă goală şi se pipetează:

Reactivul 1 10,0ml Se colectează eluatul DAL

o Analiza colorimetrică Se amestecă bine eluatul colectat în eprubetă şi se aleg eprubete pentru: R/B – blancul reactivilor S – proba ST – standard

114


B reactiv Proba Standard

Eluat DAL - 2,0ml -

Reactiv 4 - - 0,02ml

Reactiv 1 2,0ml - 1,98ml

Reactiv 2 0,04ml 0,04ml 0,04ml

Se agită eprubetele şi se incubeaza 10 minute în apă, la fierbere. Se răcesc sub jet de apă rece, se agită bine şi se continuă analiza prin pipetarea în trei noi eprubete, asfel:

B reactiv Proba Standard

Solutie preincubata 1,0ml 1,0ml 1,0ml

Reactiv Ehrlich 1,0ml 1,0ml 1,0ml

Se amestecă şi se incubează la temperatura camerei pentru 15 minute. Probele se citesc în intervalul de 5 – 10 minute, prin citirea absorbţiei probei şi standardelor faţa de blancul reactivului. Reacţia colorimetrică este totală în maxim 15 minute şi stabilă pentru 15 minute, la lungimea de unda λ = 553(520 – 570nm). 8. Exprimarea rezultatelor Acidul delta-aminolevulinic (DAL) se calculează astfel:

mg/100ml = ε proba/ εstandard x 2 mg DAL/100ml x 10 x Vurinar = mgDAL/24h.

Ε = extinctia (valoarea absorbtiei spectrofotometrice) Vurina = volum urinar in 24ore. o Valori de referinţă Acid delta aminolevulinic până la 0,60mg/100ml o Grade de intoxicaţie cu plumb, exprimate prin dozarea DAL urinar.

DAL (mg/100ml) Gradul de intoxicaţie

Până la 0,6 Absent

0,6 – 1,5 Moderat

1,5 – 3,00 Mare

3,00 – 6,00 Foarte mare

mai mult decat 6,00 Critic

115


o Sensibilitatea metodei este de 0,1mg/100ml. o Fidelitatea metodei este stabilită până la 6mg/100ml. Metoda verificată în cadrul Laboratorului de Toxicopatologie şi Medicina


VI.6. Determinarea acidului hipuric şi acidului metilhipuric 1. Domeniul de aplicare Această metodă se utilizează pentru determinarea nivelului de acid hipuric şi acid metilhipuric la persoanele expuse profesional la toluen şi respectiv xileni. 2. Referinţe normative Determinarea cantitativă a acidului hipuric şi a acidului metilhipuric în urină - FAR S. r. l Italia 3. Principiu Acidul hipuric, acidul meta – şi para- metilhipuric formează cu clorura de benzensulfonil în piridina un complex colorat care poate fi determinat colorimetric. 4. Reactivi şi materiale o Reactiv 1: piridina o Reactiv 2: clorura de benzensulfonil o Reactiv 3: acid hipuric standard 500 mg/l o Alcool etilic 95% o Cloroform o Sticlărie de laborator Nota: reactivii a, b si c se păstrează închişi ermetic la temperaturi între 2 şi 80C. 5. Aparatura o Centrifuga o Spectrofotometru VIS 6. Prelevare Se colectează urina din 24 ore într-un recipient care conţine 4–5 ml cloroform.

116


7. Mod de lucru Se centrifughează 2-3 ml urină la 3000 rot/min timp de 5 min. Probele sunt stabile cel puţin o săptămănă la 2-80C. Pentru fiecare probă se pipetează în câte o eprubeta: o 0,25 ml proba o 0,25 ml reactiv 1 o 0,10 ml reactiv 2 Pentru standard se pipetează într-o eprubetă: o 0,25 reactiv 3 o 0,25 reactiv 1 o 0,10 reactiv 2 Se amestecă şi se lasă 30 min. Se adaugă 5,0 ml etanol 95% atât în probe cât şi în standard. Se amestecă, apoi se centrifughează 5 min. la 2500 – 3000 rot/min.. Se citeşte densitatea optică a probelor şi a standardului faţa de etanol 95% la o lungime de undă cuprinsă între 400 şi 440 nm, de preferintă la 410 nm. 8. Mod de calcul

Acid hipuric ( mg/l ) = ( Aproba / Astandard ) x 500

9. Performanţe o Liniaritate – metoda este liniară până la 4 g/l o Sensibilitatea metodei: 0,1 g/l o Coeficient de variabilitate: 3,7% 10. Limite biologice tolerabile o Acid hipuric 2 g/l o Acid metilhipuric 3 g/l 11. Bibliografie o K. Tomokuni si M. Ogata, “Clin. Chem.” 18, 349 ( 1972 ) Metoda verificata în cadrul Laboratorului de Toxicopatologie şi Medicina


117


VI.7. Determinarea acidului mandelic 1. Domeniu de aplicare Această metodă se utilizează pentru determinarea nivelului de acid mandelic la persoanele expuse la stiren. 2. Referinţe normative Metode de investigare în domeniul Medicinii Muncii, 1978 3. Principiu Acidul mandelic, extras din urina cu eter, reacţionează cu un amestec de formaldehidă şi acid sulfuric formând un complex galben – brun, care poate fi determinat colorimetric. 4. Reactivi si materiale o Eter etilic o Acid clorhidric, soluţie 1N o Reactiv de culoare se adaugă, amestecând, un volum formaldehidă soluţie 40% în 100 volume acid sulfuric d 1,84 ( se face numai cantitatea necesară pentru ziua curentă deoarece nu se conservă) o Standard stoc. Se dizolva 100 mg acid mandelic în 100 ml apă. o Standard de lucru: se dizolvă standardul stoc 1/10 cu apa; conţine 100 mg acid mandelic/litru. o Sticlărie de laborator 5. Aparatura Spctrofotometru VIS 6. Prelevare Se recoltează urina din 24 ore, sau înainte şi după expunerea probabilă la stiren; probele se păstrează la frigider. 7. Mod de lucru o Extracţia Într-o pâlnie de separare se pipetează 1 ml urină, 2 picături acid clorhidric 1N şi 5 ml eter etilic; se scutură 5 min şi se lasă să se separe; se scurge faza apoasă în a doua pâlnie de separare în care se adaugă 2 ml eter şi se scutură 30 sec.; se elimină faza apoasă.Extrasele eterice din cele 2 pâlnii se reunesc într-o eprubetă; se evaporă eterul ţinând eprubeta într-o baie de apă încălzită la maxim 550C. o Reacţia de culoare

118


În eprubeta cu reziduul uscat se adaugă 4 ml reactiv de culoare, lăsând să se scurgă încet reactivul pe pereţii eprubetei pentru a se relua tot reziduul.La fiecare serie se face şi un standard cu 1 ml standard de lucru, tratat la fel ca probele de urină.Se amestecă prin rotire şi dupa 30 min. se măsoară extincţia probelor ( EP ) şi a standardului ( ES ) faţa de un blanc cu reactiv de culoare, la 440 nm. 8. Mod de calcul Având standardul de lucru cu 100 mg/l, mg acid mandelic / litru urina = 100 EP / ES Nota: - dacă se găsesc concentraţii mai mari de 400 mg/l se repetă determinarea cu proba de 0,5 ml urină. 9. Performanţe Limita de detecţie este de 0,3 mg/l 10. Limite biologice tolerabile: La sfârşitul schimbului de lucru 800 mg/g creatinină La începutul schimbului următor 300 mg/g creatinină 11. Bibliografie o H. Ohtsuhi, M. Ikeda – Amer. Industr. Ass. J. Med. 27 150, 1970 Metoda verificată în cadrul Laboratorului de Toxicopatologie şi Medicina

Muncii CRSP Bucuresti

VI.8. Determinarea fenolilor urinari 1. Domeniul de aplicare Această metodă se utilizează ca test screening pentru monitorizarea biologică a expunerii la benz şi compuşi fenolici. Determinarea fenolilor în urină este şi un mijloc de diagnostigare în hipertiroidism, diabet zaharat cauzat de hipertiroidism şi a tumorilor produse de catecholamine. 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în metoda de determinare cantitativă colorimetrică a compuşilor fenolici din urina elaborată de FAR S.R.L. 3. Principiu

119


Compuşii fenolici condensează cu 4-aminoantipirina şi oxidează cu fericianura alcalină rezultând un complex roşu care se poate măsura fotometric. 4. Reactivi şi materiale: o 4 - aminoantipirina o fericianura o soluţie de extracţie o Standard fenol 500 mg/L (Standardul se diluează în raport 1:10 cu apa distilată obţinându-se un standard cu concentraţia de 50 mg/L; stabilitatea acestei soluţii este de o lună la 2 – 8 ºC.) Aceşti reactivi sunt stabili până la data specificată pe etichetă şi se păstrează în recipiente bine închise la 2 – 8 ºC. o Sticlărie de laborator ( eprubete, pahare Berzelius, pipete automate, pahare Erlenmeyer, pipete gradate.) 5. Aparatura Echipament de prelevare Recipiente pentru recoltarea urinii. Aparatura analitica o Centrifuga o Spectrofotometru UV/VIS (λ = 450 – 500 nm) 6. Prelevare o Mod de prelevare Determinarea se efectuează pe urina, recoltată în timpul lucrului sau la scurt timp după expunere. o Transport şi conservare Probele se transportă în cel mai scurt timp la laborator, pe perioada transportului probele trebuie să fie închise etanş, pot fi conservate pentru o perioadă scurtă de timp la 2-8ºC, se evita procesul de congelare – decongelare a probei. 7. Mod de lucru Se pipetează în trei eprubete de centrifugă astfel:

Blancul reactivilor Proba Standard

Apa distilată 0.2 mL - -

Proba - 0.2 mL -

Reactiv 4.4 diluat - - 0.2 mL

Reactiv 4.1. 1.5 mL 1.5 mL 1.5 mL

120


Se agită energic şi apoi se adaugă:

Reactiv 4.2. 1.5 mL 1.5 mL 1.5 mL

Se agită şi se lasă în repaus 3 minute, după care se adaugă:

Reactiv 4.3. 3.5 mL 3.5 mL 3.5 mL

Se agită energic şi apoi se centrifughează la 2500 – 3000 rotatii/minut timp de 5 minute. Se citeşte densitatea optică a supernatantului faţă de blancul reactivilor. 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul Concentraţia de fenoli în urină (în mg/L) se calculează astfel:

Fenoli (in mg/L) = (A proba/ Astandard) x 50

unde, Aproba = densitatea optica a probei Astandard = densitatea optica a standardului 50 este concentraţia reactivului 4.4 diluat Limita biologică tolerabilă este 50 mg/L. o Limita de detecţie şi intervalul de lucru Limita de detecţie analitică este de aprox. 0.1 mg/ L. Metoda este liniară până la 200 mg/L 9. Bibliografie o Y. Yamaguchi et C. Hayashi, Clin. Chem., 23/11, 2151 – 2154 (1977) Metoda verificată în cadrul Laboratorului de Toxicopatologie şi Medicina


VI.9. Determinarea carboxihemoglobinei în sânge 1. Domeniul de aplicare Această metodă se utilizează pentru determinarea carboxihemoglobinei în sânge ( metabolitul oxidului de carbon). 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în metoda de determinare cantitativă colorimetrică a carboxihemoglobinei elaborată de FAR S.R.L.

121


3. Principiu Proba de sânge este incubată cu ditionit de sodiu care reduce oxihemoglobina şi methemoglobina, dar nu carboxihemoglobina. Pe acastă cale se elimină interferenţa acestor componente. COHb% se determină spectrofotometric folosind calculul tip Rodkey simplificat, care este obţinut prin soluţia unui sistem cu două ecuaţii ce reprezintă absorbţia molară a Hb şi COHb aplicând legea Lambert-Beer. 4. Reactivi şi materiale: o Tampon fosfat pH=6,85 o Ditionit de sodiu o Tampon fosfat 0,1 molar. Se transvazează reactivul 4.3. în sticluţa cu reactiv 4.2., se amestecă şi este gata de lucru. o Sticlarie de laborator ( eprubete, pahare Berzelius, pipete automate, pahare Erlenmeyer, pipete gradate.) 5. Aparatura Echipament de prelevare o Eprubete cu anticoagulant Aparatura analitica o Spectrofotometru UV/VIS (λ = 350 – 500 nm) 6. Prelevare o Mod de prelevare Determinarea se efectuează pe sânge total, recoltat spre sfârşitul schimbului de lucru. Recoltarea se face în zona locului de muncă. o Transport şi conservare Probele se transportă în cel mai scurt timp la laborator, pe perioada transportului probele trebuie să fie închise etanş, pot fi conservate pentru o perioadă scurtă de timp la 2-8ºC, se evita procesul de congelare – decongelare a probei. 7. Mod de lucru Se pipetează într-o eprubetă:

Reactiv 4.1. 3000µl

Proba 25µL

Se amestecă prin răsturnare de doua trei ori. Se lasă aproximativ 5 minute pentru liza celulară completă. Determinarea de % COHb:

122


Se pipetează într-o eprubeta urmatoarele:

Reactiv 4.2. preparat 1150µL

Proba hemolizata 100µL

Se amestecă cu atenţie prin răsturnare şi se incubeaz la temperatura camerei timp de 10 minute. Se citeşte absorbanta la doua lungimi de undă respectiv 420nm şi 432nm faţă de reactivul 4.2. preparat. 8. Exprimarea rezultatelor o Calcul Se calculează raportul Ar =A420/A432 Valoarea obţinută se introduce în urmatoarea ecuaţie:

%COHb=[1-(ArxF1)]x100%/[Arx(F2-F1)-F3+1]

unde, F1=raportul absorbţiilor molare Hb432/Hb420 F2= raportul absorbţiilor molare COHb432/Hb420 F3= raportul absorbţiilor molare COHb420/Hb420

Dacă spectrofotometru este calibrat putem să luăm în consideraţie

următoarele valori ale absorbţiilor molare publicate de Rodkey pentru hemoglobina umană:

Lungimea de undă AHb ACOHb F1=1,3330 F2=0,4787 F3=1,9939

420nm 432nm

0,988 1,970

1,317 0,473

9. Bibliografie: o E. Beutler et C. West, “Clin. Chem.”, 30(6), 871-874(1984) o G. Heinemann, K. Loschenkohl et H. Schivelbein, “J. Clin. Chem. Clin. Biochem.”, 17(10), 647-651(1979). Metoda verificată în cadrul Laboratorului de Toxicopatologie şi Medicina


123


VI.10. Determinarea acidului glicolic în ser 1. Domeniul de aplicare Această metodă se utilizează pentru determinarea nivelului de acid glicolic la persoanele expuse profesional la etilenglicol . 2. Referinţe normative La elaborarea metodei s-a ţinut seama de prevederile cuprinse în “Colorimetric and gas chromatographic procedures for glycolic acid in serum : the major toxic metabolite of ethylene glycol– Fraser A.D., MacNeil W.- Clinical Toxicology, 31(3), 397-405, 1993. 3. Principiu Acidul glicolic reacţionează cu acidul cromotropic, în prezenţa acidului sulfuric, formând un complex roşu-violet colorimetrabil. 4. Reactivi şi materiale o Standard acid glicolic 25mmol/l . Se dizolvă 200 mg acid glicolic în 10 ml apă distilată. 5ml din această soluţie se dizolva în 50 ml apă distilată (25 mmol/l). o Acid cromotropic o Acid sulfuric concentrat - 100 mg acid cromotropic se dizolvă în 50 ml acid sulfuric concentrat. o Acid tricloracetic 5% o Sticlărie de laborator (eprubete, pahare Berzelius, pipete automate, pahare Erlenmeyer, pipete gradate). 5. Aparatura o Centrifuga o Baie de apă o Spectrofotometru VIS 6. Prelevare Determinarea se efectuează pe ser nehemolizat . Sângele recoltat prin puncţie venoasă este centrifugat la 3000 rot/min timp de 10 min şi se separă serul. 7. Mod de lucru Se pun câte 0.5 ml de ser, standard şi apă distilată (pentru blanc) în eprubete. În fiecare eprubetă se adaugă 0.5 ml acid tricloracetic 5%, se amestecă şi se centrifughează la 3000 rot/min.

124


Se transferă câte 0.1 ml din supernatant în alte eprubete şi se adaugă câte 1.0 ml de acid cromotropic. Se amestecă şi se introduc eprubetele în baie de apă la fierbere pentru 10 min. După răcire se adaugă 9.0 ml apă distilată , se agită şi se citeşte extincţia la 580 nm. Curba de etalonare se făcea vând concentraţii între 1 şi 20 mmol/l 8. Mod de calcul Concentraţia acidului glicolic în ser se calculează pe baza curbei de etalonare. 9. Performante Liniaritate – metoda este liniară în domeniul 0 – 25 mmol/l Limita de detecţie: 0.09 mmol/l; Limita de cuantificare: 0.185 mmol/l Exactitate sau acurateţe: recuperare între 88% - 94%. 10. Limite biologice tolerabile Conform literaturii de specialitate [3]: concentraţie acid glicolic în ser < 1.0 mmol/l – nici un efect advers asupra sănătăţii. Laboratorul a efectuat determinări de acid glicolic seric la 57 de persoane sănătoase clinic şi a obţinut următoarele: o concentraţia medie 0.26 mmol/l ; o 11 probe ( 19.2%) au avut concentraţii sub limita de cuantificare; o celelalte concentraţii au variat între 0.19 şi 0.55 mmol/l. 11. Bibliografie o Fraser A.D., MacNeil W -Colorimetric and gas chromatographic procedures for glycolic acid in serum : the major toxic metabolite of ethylene glycol– Clinical Toxicology, 31(3), 397-405, 1993. o Carstens J., Csanady G.A., Faller T.H., Filsen J., G. - Human inhalation exposure to ethlene glycol. Archi. Toxicol., 77(8), 425-432, 2003. o Porter W. H., Rutter P. W., Bush B. A., Pappas A.A., Dunnington J.E. – Ethylene glycol toxicity: the role of serum glycolic acid in hemodialysis. – J. Toxicol. Clin. Toxicol. 39(6), 607-615, 2001. o Hess R., Bartels M. J., Pottenger L. H. - Ethylene glycol: an estimate of tolerable levels of exposure based on a review of animal and human data - Archi. Toxicol., 78(12), 671-680 2004. Metoda adaptată şi verificată în cadrul Laboratorului deToxicopatologie şi

Medicina Muncii CRSP Bucureşti

125


VII.CONCLUZII

În această lucrare sunt prezentate datele necesare investigării din punct de vedere toxicologic a expunerilor profesionale la noxe. Evaluarea expunerii profesionale la noxe chimice presupune atât investigare a condiţiilor de mediu de muncă (cunoaşterea proceselor tehnologice, alegerea noxelor, prelevarea probelor de aer, tipurile de metode analitice utilizate în toxicologie, interpretarea rezultatelor, etc.) cât şi evaluarea biologică a expunerilor la substanţe chimice, respectiv comportarea toxicelor în organism, principiile monitorizării biologice a expunerii la substanţe chimice care cuprind criteriile de selectare a testelor biologice, modul de interpretare a rezultatelor, influenţa unor factori extraprofesionali cum ar fi alcoolul şi fumatul asupra toxicităţii substanţelor chimice etc. Pentru realizarea dezideratelor de mai sus, în lucrare sunt prezentate metodele analitice de determinare a unor agenţi chimici şi a pulberilor în aerul zonelor de muncă cât şi a unor indicatori biotoxicologici. În concluzie, considerăm că această lucrare poate fi utilizată ca un ghid cu informaţii necesare evaluării expunerilor profesionale la noxe.

126


BIBLIOGRAFIE

1. Antero A . - Biological monitoring today and Tomorow - Scand . J . Work Environ. Health 20, 1994 .

2. Baselt R. C. - Biological monitoring methods for industrial chemicals- Biomedical Publication Davis , California 1980 .

3. Bernard A. , Lauwerys R. - Biological monitoring of exposure to industrial chemicals , Arch. Med. Prof. 50 ( 1 ) , 1989 .

4. Bernstein J.A., Alexis N., Barnes C., Bernstein L., Nel A., Peden D., - Health effects of air pollution, J. Allergy Clin Immunol, 114, 2004.

5. Boeniger M. F. , Lowry L. K . , Rosenberg J . - Interpretation of urine results used to assess chemical exposure with Emphasis on Creatinine Adjustments : A Review - Am . Ind . Hyg. Assoc . J . 54 ( 10 ) , 1993 .

6. Cotrau M. si colab. - Toxicologie , Ed. Didactica si Pedagogica Bucuresti , 1991 .

7. Jakubowski M., Trzcinka – Ochocka M., - Biological Monitoring of Exposure: Trends and Key Development, J. Occup. Health, 47, 22-48, 2005.

8. Lauwerys R. - Industrial Chemical Exposure : Guidelines for Biological Monitoring - Biomedical Publication , Davis , California , 1993.

9. Leman A.,M., Omar A. R.,Yusof M. Z. M.,- Monitoring of Welding Work Environment in Small and Medium Industries , IJRRAS, 5(1), 18-26,2010.

10. Mogos G. , Sitcai N . - Toxicologie clinica , vol. l , Ed. Medicala , Bucuresti , 1988

11. Niculescu T., - Caiet de Medicina Muncii , vol. l ,ll, lll Ed. Medmun , Buc. 2003.

12. Niculescu T., - Manual de Patologie Profesionala , vol. 1 si ll , Ed. Medicala , Bucuresti , 1985 .

13. NIOSH - Manual of Analyrical Methods , 4th Edition , 1998 .

14. Omae K., Takebayashi T., Sakurai H.,- Occupational exposure limits based on biological monitoring: the Japan Society for Occupational Health, Intern. Arch. Occup. Environ. Health 72(4), 271- 273, 1999.

15. OMS - Biological Monitoring of Chemical Exposure in the Workplace , vol. 1 si 2 , 1996

16. Tat M. - Medicina Muncii - orientare, patologie si practica , Ed. Viata Medicala Romaneasca , 1999.

17. Voicu V. - Toxicologia clinca , Ed. Albatros , Bucuresti , 1997 .

18. xxx Ministerul Sanatatii , Institutul de Igiena si Sanatate Publica,Bucuresti -Caiet metodologic nr.2, 1987.

ministerul sĂnĂtĂŢii institutul naŢional de sĂnĂtate … · determinarea unor compuşi...

Documents